معلومة

لماذا تحتاج الخلية سيرنا؟


سؤالي عن الرنا الصغير غير المشفر. كلا من miRNA و siRNA معروفان بتنظيم mRNA. يمكن أن تمنع miRNA بشكل نسبي وتتحلل من الرنا المرسال عن طريق قطعها. للتثبيط ، يكون جزء صغير (بذرة) من ميرنا مكملًا لمرنا بينما يجب أن يصل التحلل ميرنا ومرنا إلى 100 ٪. إن siRNA هي نفس الجزيء تقريبًا ووظيفته الوحيدة هي مطابقة 100٪ لـ mRNA وتحطيمها.

لذا إذا بدا أن siRNA مجرد نوع فرعي من miRNA ، فهل يمكننا تأكيد ذلك؟ أم أن هناك أي اختلافات أخرى تجعل هذين الجزيئين نوعين مختلفين من الحمض النووي الريبي الصغير غير المشفر؟


لذا إذا بدا أن siRNA مجرد نوع فرعي من miRNA ، فهل يمكننا تأكيد ذلك؟ أم أن هناك أي اختلافات أخرى تجعل هذين الجزيئين نوعين مختلفين من الحمض النووي الريبي الصغير غير المشفر؟

siRNA و miRNA ليسا متطابقين ، لكنهما متشابهان. ليس من الخطأ اعتبارهم ظواهر متشابهة في علم الأحياء ، لكن التاريخ يفصل بينهما وهناك اختلافات صغيرة. تتم معالجة كلاهما داخل الخلية بواسطة إنزيم Dicer وإدماجهما في مجمع RISC حيث يتدهور هدفهما ("تداخل RNA"). ومع ذلك ، هناك اختلافات مهمة ، إذا كنت تريد أن تكون على صواب تمامًا.

سيرنا عادة ما يكون خارجي المنشأ (يتم إدخاله من الخارج عن طريق الفيروسات أو عن طريق الهندسة). عادةً ما يكون مكملًا بنسبة 100 ٪ لمرنا الهدف ، لأننا نريد تقليل الارتباط غير المستهدف. إذا تم تصميمها جيدًا ، فإنها تستهدف الهدف المقصود فقط ويتم التحقق من عدم توافقها مع أي أهداف أخرى محتملة للـ mRNA ، أي أنها مصممة لتكون محددة.

ميرنا هو داخلي (يحدث بشكل طبيعي داخل الخلايا) وتقطعت بهم السبل منفردة في الجسم الحي. لا يكون مجمله دائمًا مثاليًا بنسبة 100٪ ، وغالبًا ما يكون له أهداف متعددة. هذا هو الاختلاف الرئيسي بين الاثنين. يتزاوج مع mRNA هدفه بشكل ناقص ؛ إنه ببساطة يمنع الترجمة (إنتاج البروتين من الرنا المرسال). في حالات نادرة حيث يكون التطابق مثاليًا ، فإنه يتسبب في انشقاق وتدمير mRNA الهدف تمامًا مثل siRNA. إذا كنت أتذكر بشكل صحيح ، فإن نباتات miRNAs ، على عكس miRNAs الحيوانية ، عادة ما يكون لها تكامل تام مع أهدافها. تُشتق miRNAs أيضًا من منتجات RNA جذعية أقصر من siRNA.

كما تعلم على الأرجح ، كلاهما من RNAs غير مشفر ولا يدخل الريبوسومات للترجمة. لديهم تأثيرات مماثلة على التعبير الجيني. إذا كنت مهتمًا بالتقارير الأولى لأي نوع من أنواع الحمض النووي الريبي ، فإليك ما يلي:

ميرناس اكتشف في عام 1993 في الديدان.

siRNAs اكتشف في عام 1999 في النباتات.

لاحظ العبارة مضاد RNA في كلا العنوانين. مثير للإعجاب!

مزيد من القراءة ، في حال كنت مهتمًا.

لماذا تحتاج الخلية سيرنا؟

هذا سؤال مختلف جدا لماذا ا؟ ربما لضبط التعبير الجيني عن جيناته. يمكن لأنواع الحمض النووي الريبي الصغيرة أن تتراكم وتجمع وتنظم مستويات الرنا المرسال بطرق ربما لا تكون ممكنة داخل النواة على مستوى نسخ الحمض النووي. يُفهم أيضًا أن الحمض النووي الريبي الصغير يتخلل الجينات ويعمل في السيتوبلازم والشبكة الإندوبلازمية!


سيرنا وكيف يتم استخدامه

أوبابينيا ريجاليس / ويكيميديا ​​كومنز

سيرنا ، الذي يرمز إلى حمض نووي صغير متداخل ، هو فئة من جزيئات الحمض النووي الريبي مزدوجة الشريطة. يُعرف أحيانًا باسم RNA قصير التداخل أو إسكات RNA.

الحمض النووي الريبي المتداخل الصغير (سيرنا) عبارة عن قطع صغيرة من الحمض النووي الريبي مزدوج الشريطة (ds) ، وعادةً ما يكون طوله حوالي 21 نيوكليوتيدًا ، مع 3 '(وضوحًا ثلاثيًا) متدليًا (اثنان من النيوكليوتيدات) في كل نهاية يمكن استخدامها "للتدخل" مع ترجمة البروتينات عن طريق الارتباط وتعزيز تدهور الرنا المرسال (mRNA) في تسلسلات محددة.


تمهد الريبوسومات الطريق لاستهداف siRNA

يكشف تصور استهداف siRNA لـ mRNAs المفردة في الخلايا الحية أن الريبوسومات المارة تتكشف مؤقتًا عن mRNA ، مما يعرضها للتعرف على siRNA. يرجع هذا التأثير إلى إعادة التنظيم البطيئة للعديد من التفاعلات الضعيفة دون المثالية داخل الرنا المرسال.

تعمل RNAs قصيرة التداخل (siRNAs) على إسكات التعبير الجيني الأجنبي عن طريق الاقتران الأساسي مع موقع تكميلي في نسخ RNA في عملية تُعرف باسم تداخل RNA (RNAi) 1. نظرًا لقدرتها على تقليل التعبير عن جينات معينة ، فقد تم تصميم siRNAs لتطبيقات التكنولوجيا الحيوية وإمكاناتها العلاجية. غالبًا ما يتم إخفاء المواقع المستهدفة من siRNA بواسطة بنية ثانوية mRNA ، مما يجعل إسكات 2،3،4 غير فعال. تثير هذه الملاحظة مسألة كيفية وصول الرنا المرسال إلى siRNA والعوامل التنظيمية الأخرى. في هذا العدد من الطبيعة الهيكلية والبيولوجيا الجزيئية، Ruijtenberg وآخرون. 5 يجيب على هذا السؤال عن طريق قياس حركية استهداف siRNA مباشرة من mRNAs الفردية في الخلايا الحية. بشكل ملحوظ ، وجدوا أن siRNAs تعمل بكفاءة أكبر عندما يتم ترجمة mRNAs بنشاط ويظهرون أن الريبوسومات العابرة تخفف من تأثير إخفاء بنية الرنا المرسال الثانوية. علاوة على ذلك ، بناءً على التغييرات في إمكانية الوصول إلى الموقع المستهدف بمرور الوقت ، قدر المؤلفون بذكاء حركية طي الرنا المرسال في الجسم الحي ، مما يوفر معلومات جديدة حول أنواع الهياكل التي تشكلها تسلسلات تشفير الرنا المرسال.


إيقاف جينات السرطان

في السنوات الأربعين الماضية ، تعلم العلماء الكثير عن كيفية تحول الخلايا إلى خلايا سرطانية. تُرجمت بعض هذه المعرفة إلى علاجات جديدة ، ولكن في معظم الأحيان يضطر الأطباء إلى الاعتماد على العلاج الكيميائي والإشعاعي القياسي ، والذي يمكن أن يلحق الضرر بالمرضى بقدر ما يلحق بالأورام. هذه السلسلة يبحث في العلاجات المستهدفة التي تلوح في الأفق ، وما يجب القيام به لجعلها حقيقة واقعة.

قد تحتوي خلية سرطانية واحدة على عشرات أو حتى مئات الجينات الطافرة. تقوم بعض هذه الجينات بتوجيه الخلية إلى النمو بشكل غير طبيعي ، ويطلب البعض الآخر منها أن تنقسم بشكل متكرر أو تنفصل عن نفسها وتجوب الجسم بحثًا عن منزل جديد.

ماذا لو استطعت إيقاف واحد أو اثنين أو حتى عشرات من هذه الجينات دفعة واحدة؟ يعتقد بعض العلماء أنهم سيكونون قادرين على فعل ذلك قريبًا من خلال تدخل الحمض النووي الريبي ، وهي عملية طبيعية تحدث داخل الخلايا. يصفه البروفيسور فيليب شارب ، الأستاذ في معهد ماساتشوستس للتكنولوجيا ، بأنه أحد أكثر علاجات السرطان الجديدة الواعدة قيد التطوير.


هيكل RNA polymerase II
الصورة: ديفيد بوشنيل ، وكين ويستوفر ، وروجر كورنبرج ، جامعة ستانفورد

لكي تحقق الخلية مصيرها الجيني ، يجب نقل المعلومات من الحمض النووي في النواة إلى الريبوسوم ، وهو جزء الخلية الذي تصنع فيه البروتينات. يعطل تداخل الحمض النووي الريبي هذا التدفق عبر قصاصات من المادة الوراثية ، تُعرف باسم siRNA (RNA قصير التداخل). يرتبط SiRNA بجزيئات الرنا المرسال (mRNA) ، ويدمر الرنا المرسال قبل أن يتمكن من إيصال التعليمات إلى الريبوسوم.

يقول دانيال أندرسون ، عضو معهد ديفيد إتش كوخ لأبحاث السرطان التكاملية التابع لمعهد ماساتشوستس للتكنولوجيا: "إنه يوفر إمكانية إيقاف أي جين في الخلية بشكل أساسي". وهذا يعني أنه يمكن للعلماء محاولة إيقاف الجينات التي تسبب خللًا في الخلايا السرطانية ، والخروج عن نطاق السيطرة والتحرر من قيودهم المعتادة على السفر عبر الجسم لبدء أورام جديدة.

"إنها صورة نظرية رائعة" ، حسب قول شارب ، الذي حصل أندرو فاير ، باحث ما بعد الدكتوراه ، على جائزة نوبل مع كريج ميلو في عام 2006 لاكتشافه تداخل الحمض النووي الريبي. السؤال هو ، "هل يمكنك تحويلها من نظرية إلى حقيقة؟" إنه يعتقد أن الإجابة هي نعم ، طالما أنه يمكن حل أحد التحديات التقنية الرئيسية: كيفية توصيل جرعات كبيرة من siRNA للأورام بأمان وفعالية ، مع تجنب الأنسجة السليمة.

التسليم والتسليم والتسليم

إن إدخال الحمض النووي الريبي في الخلية ليس بالمهمة السهلة. الحمض النووي الريبي هو جزيء كبير سالب الشحنة - وهو نوع الشيء الذي تحاول الخلايا عادة إبعاده. تمكن العلماء من تمرير siRNA عبر أغشية الخلايا عن طريق لفها في جزيئات أخرى لإخفاء الشحنات السالبة ، ولكن بمجرد دخولها ، يجب إطلاق الحمض النووي الريبي من غلافه.

التسليم هو "العقبة الأولى" التي تواجه تداخل الحمض النووي الريبي ، أو RNAi ، كما يقول ستيفن دودي ، أستاذ الطب الجزيئي في جامعة كاليفورنيا ، سان دييغو. "إذا لم تتمكن من تقديمه ، فلن يعمل."

قبل ست سنوات ، أسقط دودي - الذي كان زميلًا لما بعد الدكتوراه في معهد وايتهيد في أوائل التسعينيات - بحثه حول توصيل البروتينات المثبطة للورم لمتابعة RNAi كعلاج للسرطان. يقول: "لا يوجد شيء يمكن مقارنته بإمكانيات الحمض النووي الريبي". "المشكلة مع كل دواء يستخدم ضد السرطان اليوم هو أنه لا يمكن تكييفه. باستخدام siRNA ، يمكنك تكييف الدواء مع تطور السرطان ".

وهو يتصور أنه في غضون 10 أو 20 عامًا ، سيتمكن الأطباء من ترتيب تسلسل ورم المريض لمعرفة الجينات المسببة للسرطان التي تم تنشيطها ، ثم توصيل siRNA الخاص بهذا الجين. يمكن تكرار العملية مع أي خلايا سرطانية نجت من الجولة الأولى ، مما يحول السرطان إلى حالة يمكن التحكم فيها.

في الوقت الحالي ، أحد المرشحين الرئيسيين لتسليم الحمض النووي الريبي هو نوع من الجزيئات الدهنية يسمى الليبيدويد ، والذي يمكن أن يندمج بسهولة مع غشاء الخلية ويودع حمولة الحمض النووي الريبي داخله.

قام أندرسون ، والبروفيسور روبرت لانجر في معهد ماساتشوستس للتكنولوجيا ، وآخرون في مختبرهم بتطوير دهون تنقل الحمض النووي الريبي (RNA) والتي يمكنها إيقاف 10 جينات دفعة واحدة في كبد الفئران. كما نجحوا في استهداف سرطان المبيض. في دراسة نشرت العام الماضي في وقائع الأكاديمية الوطنية للعلوموأظهر أندرسون وزملاؤه أنه من خلال إيقاف عمل جين يسمى كلودين 3 في الفئران المصابة بأورام في المبيض ، يمكن أن يقللوا بشكل كبير من نمو الورم والورم النقيلي.

يقول أندرسون إن التجارب السريرية للدهون الجديدة ربما تكون على بعد عام على الأقل ، لأن الفريق يحتاج إلى إجراء بعض الدراسات الإضافية على الحيوانات ، ويحتاج إلى تمويل لإنتاج الجسيمات على نطاق واسع.

تحل الدهون الدهنية مشكلتين رئيسيتين - إدخال الحمض النووي الريبي في الخلايا ثم إطلاق الحمض النووي الريبي بمجرد دخولها ، ولكن لا تزال هناك مشكلات يجب حلها ، كما يقول دودي. جسيمات الشحوم كبيرة للغاية مقارنة بجزيئات الحمض النووي الريبي التي تنقلها ، مما قد يعيق قدرتها على الوصول إلى الشعيرات الدموية الدقيقة والوصول إلى الخلايا السرطانية. يقول: "الأمر أشبه بتوصيل دزينة من البيض في شاحنة ذات 18 عجلة". "إنها تقوم بعمل جيد في حماية البيض ، ولكن في مرحلة ما سيكون عليك أن تكون قادرًا على النزول في بعض الشوارع الجانبية السكنية."

التصفير على الأورام

من الناحية المثالية ، قد يدخل علاج RNAi المحتمل إلى الخلايا السرطانية فقط ويتجنب الخلايا السليمة. لمساعدة الحمض النووي الريبي في التركيز على الخلايا السرطانية ، يبحث الباحثون عن طرق لرش سطح الدهون (أو ناقلات الحمض النووي الريبي الأخرى) ببروتينات ترتبط بالجزيئات المعروضة بأعداد كبيرة على الخلايا السرطانية ولكن ليس الخلايا السليمة. تشمل الأهداف المحتملة بروتينًا يسمى p32 ، يشارك في استقلاب الخلايا السرطانية ، ومستقبلات الفولات ، التي تساعد الخلايا السرطانية في الحصول على حمض الفوليك الذي تحتاجه لإنتاج حمض نووي جديد سريعًا أثناء انقسامها.

يقول ستيوارت بولارد ، نائب رئيس الإستراتيجية العلمية والتجارية في Alnylam ، وهي شركة أسسها أستاذ Sharp و MIT David Bartel في 2002 لمتابعة علاجات RNAi.

في العام الماضي ، بدأ النيلام المرحلة الأولى من التجارب السريرية على مرضى سرطان الكبد من أجل علاج RNAi الذي يستهدف جينين - عامل النمو البطاني الوعائي (VEGF) ، والذي يسمح للأورام بتحفيز نمو إمدادات الدم الخاصة بهم ، وبروتين المغزل كينيسين ، وهو حاسمة لانقسام الخلايا.

يقول بولارد: "إنهم يستهدفون الكبد بشدة ، مما يسمح لهم بتجنب الأنسجة الأخرى مثل الأمعاء والجهاز المناعي" ، والتي غالبًا ما تلحق الضرر بعقاقير السرطان. تظهر النتائج المبكرة من التجربة ، المصممة لاختبار سلامة الدواء ، وليس الفعالية ، أن المرضى يتحملون الدواء جيدًا.

في مختبر Sharp ، يعمل الباحثون على RNAi لإيقاف الجين الخاص بـ PARP1 ، وهو إنزيم يشارك في مسار إصلاح الحمض النووي الذي يشيع استخدامه بواسطة خلايا سرطان المبيض مع طفرة BRCA1. كما أنهم يستهدفون mRNA الذي يرمز لشكل مختلف من إنزيم بيروفات كيناز ، والذي يُعتقد أنه ضروري لعملية التمثيل الغذائي للخلايا السرطانية.

شارب ، وهي أيضًا عضو في معهد كوخ ، متفائلة أنه بالجهد الكافي ، يمكن التغلب على التحديات التقنية التي يفرضها RNAi. يقول: "إذا كان يُنظر إلى المشكلة على أنها مهمة بدرجة كافية ، فسنكون قادرين على حلها".


مراجع

دونويير ، ب. وآخرون. تعمل الدوبلكس الصغيرة للحمض النووي الريبي كإشارات متنقلة لإسكات الخلايا بين الخلايا النباتية. علم 328, 912–916 (2010). يُظهر لأول مرة أن الدوبلكس سيرنا بطول 21 نت هي المسؤولة عن انتشار الحمض النووي الريبي على مسافات قصيرة في النباتات.

مولنار ، إيه وآخرون. RNAs الصغيرة في النباتات هي تعديل جيني متحرك ومباشر في الخلايا المتلقية. علم 328, 872–875 (2010). يوضح مزيجًا أنيقًا من التطعيم والتسلسل العميق ، مما يدل على أن siRNAs التي يبلغ طولها 24 nt هي المسؤولة عن نقل تأثيرات RNAi عبر مسافات طويلة عبر اللحاء.

دونويير ، ب. وآخرون. مسار رني جهازي داخلي في النباتات. EMBO J. 29, 1699–1712 (2010).

Melnyk، C.W، Molnar، A.، Bassett، A. & amp Baulcombe، D.C Mobile 24 nt small RNAs Direct transcriptive gene scoring in the root meristems of نبات الأرابيدوبسيس thaliana. بالعملة. بيول. 21, 1678–1683 (2011).

Winston ، W. M. ، Molodowitch ، C. & amp Hunter ، C.P Systemic RNAi in C. ايليجانس يتطلب بروتين الغشاء المفترض SID-1. علم 295, 2456–2459 (2002). التوصيف الجزيئي الأول لـ C. ايليجانس البروتين المطلوب على وجه التحديد لنشر RNAi.

Voinnet، O.، Lederer، C. & amp Baulcombe، D.C. يمنع بروتين الحركة الفيروسية انتشار إشارة إسكات الجين في نيكوتيانا بنتاميانا. زنزانة 103, 157–167 (2000). يوضح أن الفيروسات قد طورت آليات لاستهداف الحمض النووي الريبي المحمول ، مما يشير إلى وظيفة مهمة لـ RNAi المحمول في الدفاع المضاد للفيروسات.

Carlsbecker، A. et al. توجه إشارات الخلية بواسطة microRNA165 / 6 مصير الخلية الجذرية المعتمد على جرعة الجين. طبيعة سجية 465, 316–321 (2010). يوضح الحركة قصيرة المدى للـ miRNAs في النباتات وأن لها دورًا في تحديد تطور الجذر.

آش ، إيه وآخرون. يمكن أن تطلق piRNAs ذاكرة جينية متعددة الأجيال في السلالة الجرثومية C. ايليجانس. زنزانة 150, 88–99 (2012).

شيراياما ، م وآخرون. تبدأ piRNAs الذاكرة اللاجينية للـ RNA غير الذاتي في C. ايليجانس خط جرثومي. زنزانة 150, 65–77 (2012).

باكلي ، ب. إيه وآخرون. يعزز الأرجونوت النووي الميراث اللاجيني متعدد الأجيال وخلود السلالة الجرثومية. طبيعة سجية 489, 447–451 (2012). يظهر ، جنبًا إلى جنب مع المراجع 8 و 9 ، أن piRNAs و RNAi تحفز إسكات الجينات عبر الأجيال في C. ايليجانس.

Weiberg، A. et al. RNAs الفطرية الصغيرة تثبط مناعة النبات عن طريق اختطاف مسارات تداخل الحمض النووي الريبي المضيف. علم 342, 118–123 (2013). تقارير نقل الحمض النووي الريبي الصغيرة بين الأنواع.

Palauqui ، J.C ، Elmayan ، T. ، Pollien ، J.M & amp Vaucheret ، H. EMBO J. 16, 4738–4745 (1997).

Voinnet، O.، Vain، P.، Angell، S. & amp Baulcombe، D.C. بدأ الانتشار الجهازي لتدهور الحمض النووي الريبي المحور الخاص بالتسلسل في النباتات عن طريق الإدخال الموضعي للحمض النووي خارج الرحم. زنزانة 95, 177–187 (1998).

Voinnet، O. & amp Baulcombe، D. C. الإشارات النظامية في إسكات الجينات. طبيعة سجية 389, 553 (1997).

Hamilton، A.، Voinnet، O.، Chappell، L. & amp Baulcombe، D. فئتان من RNA قصير التداخل في إسكات RNA. EMBO J. 21, 4671–4679 (2002).

Brosnan، C.A & amp Voinnet، O. حركة سيرنا من خلية إلى خلية وبعيدة المسافة في النباتات: الآليات والآثار البيولوجية. بالعملة. رأي. مصنع بيول. 14, 580–587 (2011).

Dunoyer، P.، Himber، C.، Ruiz-Ferrer، V.، Alioua، A. & amp Voinnet، O. تداخل الحمض النووي الريبي داخل الخلايا وبين الخلايا في نبات الأرابيدوبسيس thaliana يتطلب مكونات من microRNA ومسارات إسكات غير متجانسة اللون. طبيعة الجينات. 39, 848–856 (2007).

سميث ، لام وآخرون. يرتبط بروتين SNF2 بإسكات الحمض النووي الريبي النووي وانتشار إشارة إسكات بين الخلايا في أرابيدوبسيس. الخلية النباتية 19, 1507–1521 (2007).

Buhtz، A.، Springer، F.، Chappell، L.، Baulcombe، D.C & amp Kehr، J. napus براسيكا. مصنع J. 53, 739–749 (2008).

Varkonyi-Gasic، E.، Gould، N.، Sandanayaka، M.، Sutherland، P. & amp MacDiarmid، R.M. توصيف الرنا الميكروي من التفاح (Malus domestica 'Royal Gala') الأنسجة الوعائية ونسغ اللحاء. بيول مصنع بيول. 10, 159 (2010).

Molnar ، A. ، Melnyk ، C. & amp Baulcombe ، D.C. إسكات الإشارات في النباتات: رحلة طويلة للـ RNAs الصغيرة. جينوم بيول. 12, 215 (2011).

Melnyk ، C.W. ، Molnar ، A. & amp Baulcombe ، D.C الحركة بين الخلايا والنظامية لإسكات إشارات الحمض النووي الريبي. EMBO J. 30, 3553–3563 (2011).

Zhou، G.-K.، Kubo، M.، Zhong، R.، Demura، T. & amp Ye، Z.-H. يؤثر الإفراط في التعبير عن miR165 على تكوين النسيج الإنشائي القمي وإنشاء قطبية الأعضاء وتطور الأوعية الدموية في أرابيدوبسيس. فيسيول الخلية النباتية. 48, 391–404 (2007).

Miyashima، S.، Koi، S.، Hashimoto، T. & amp Nakajima، K. يعمل microRNA165 غير الخلوي المستقل بطريقة تعتمد على الجرعة لتنظيم حالة التمايز المتعددة في أرابيدوبسيس جذر. تطوير 138, 2303–2313 (2011).

بانت ، B. D. ، Buhtz ، A. ، Kehr ، J. & amp Scheible ، W.-R. MicroRNA399 هي إشارة بعيدة المدى لتنظيم توازن فوسفات النبات. مصنع J. 53, 731–738 (2008).

لين ، S.-I. وآخرون. الشبكة التنظيمية لـ microRNA399 و PHO2 عن طريق الإشارات النظامية. نبات فيزيول. 147, 732–746 (2008).

النار ، إيه وآخرون. تدخل وراثي قوي ومحدد بواسطة RNA مزدوج الشريطة في أنواع معينة انيقة. طبيعة سجية 391, 806–811 (1998). أول مظاهرة من RNAi في C. ايليجانس ، والذي يقدم بالفعل دليلًا واضحًا على أن RNAi ينتشر بشكل منهجي في جميع أنحاء الكائن الحي.

Timmons ، L. & amp Fire ، A. تداخل محدد بواسطة الرنا المزدوج الجديلة (dsRNA) المبتلع. طبيعة سجية 395, 854 (1998). اكتشاف ذلك C. ايليجانس يمكن تناول الحمض الريبي النووي الريبي (dsRNA) ومعالجته لإسكات الجينات الذاتية.

Timmons، L.، Court، D.L & amp Fire، A. يمكن أن ينتج عن ابتلاع dsRNAs المعبر عنها بالبكتيريا تداخلًا وراثيًا محددًا وقويًا في أنواع معينة انيقة. الجين 263, 103–112 (2001).

Hinas، A.، Wright، A. J. & amp Hunter، C.P. C. ايليجانس. بالعملة. بيول. 22, 1938–1943 (2012).

وينستون ، دبليو إم ، ساذرلين ، إم ، رايت ، إيه جي ، فاينبيرج ، إي إتش آند أمب هانتر ، سي بي. أنواع معينة انيقة مطلوب SID-2 لتداخل الحمض النووي الريبي البيئي. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 104, 10565–10570 (2007). يحدد بروتين القناة المسؤول عن امتصاص دسرنا من البيئة بواسطة C. ايليجانس.

Jose ، A. M. ، Kim ، Y.A ، Leal-Ekman ، S. & amp Hunter ، C.P. أنواع معينة انيقة الخلايا. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 109, 14520–14525 (2012).

Feinberg، E.H & amp Hunter، C.P. نقل الرنا المزدوج الجديلة إلى الخلايا بواسطة بروتين الغشاء SID-1. علم 301, 1545–1547 (2003).

Shih، J. D.، Fitzgerald، M. C.، Sutherlin، M. & amp Hunter، C.P. إن ناقل الحمض النووي الريبي SID-1 مزدوج الشريطة ليس انتقائيًا لطول الرنا المزدوج الجديلة. RNA 15, 384–390 (2009).

صالح ، م. وآخرون. يتوسط مسار الالتقام دخول خلية الرنا المزدوج الجديلة للحث على إسكات الحمض النووي الريبي. خلية الطبيعة بيول. 8, 793–802 (2006).

Jose ، A. M. ، Garcia ، G.A & amp Hunter ، C.P. فئتان من إسكات الحمض النووي الريبي تتحرك بينهما أنواع معينة انيقة مناديل. هيكل الطبيعة. مول. بيول. 18, 1184–1188 (2011).

Parrish، S. & amp Fire، A. أدوار مميزة لـ RDE-1 و RDE-4 أثناء تداخل RNA في أنواع معينة انيقة. RNA 7, 1397–1402 (2001).

تابارا ، هـ وآخرون. الجين rde-1 ، تدخل RNA ، وإسكات الينقولات في C. ايليجانس. زنزانة 99, 123–132 (1999).

باك ، جيه ، مانيار ، جيه إم ، ميلو ، سي سي & أمبير فاير ، أ. الحماية من تضخيم التغذية إلى الأمام في آلية RNAi المضخمة. زنزانة 151, 885–899 (2012).

Aphasizhev ، R. RNA uridylyltransferases. زنزانة. مول. علوم الحياة. 62, 2194–2203 (2005).

McEwan ، D.L ، Weisman ، A. S. & amp Hunter ، C. P. امتصاص الحمض النووي الريبي خارج الخلية مزدوج السلسلة بواسطة SID-2. مول. زنزانة 47, 746–754 (2012).

يلزم توفر ناقلات شرائط ربط ATP و Sundaram و P. و Echalier و B. و Han و W. و Hull و D. & amp Timmons و L. أنواع معينة انيقة. مول. بيول. سل. 17, 3678–3688 (2006).

Nuez، I. & amp Félix، M.-A. تطور القابلية للابتلاع RNAs مزدوج تقطعت بهم السبل في نيماتودا Caenorhabditis. بلوس واحد 7، e29811 (2012).

إبراهيم ، هـ.م.وآخرون. إسكات الجينات بعد النسخ من نيماتودا عقدة الجذر في جذور فول الصويا المحولة. إكسب. باراسيتول. 127, 90–99 (2011).

مولي ، إيه جي وآخرون. عين على RNAi في طفيليات الديدان الخيطية. اتجاهات باراسيتول. 27, 505–513 (2011).

Baulcombe، D. RNA في النباتات. طبيعة سجية 431, 356–363 (2004).

Brodersen، P. & amp Voinnet، O. تنوع مسارات إسكات الحمض النووي الريبي في النباتات. اتجاهات الجينات. 22, 268–280 (2006).

Bologna، N.G & amp Voinnet، O. أرابيدوبسيس. Annu. القس بيول النبات. 65, 473–503 (2014).

Havelda، Z.، Hornyik، C.، Crescenzi، A. & amp Burgyán، J. فى الموقع توصيف Cymbidium Ringspot Tombusvirus الناجم عن عدوى إسكات الجين بعد النسخ في نيكوتيانا بنتاميانا. J. فيرول. 77, 6082–6086 (2003).

Deleris، A. et al. العمل الهرمي وتثبيط البروتينات الشبيهة بـ Dicer في الدفاع المضاد للفيروسات. علم 313, 68–71 (2006).

Guo، H. S. & amp Ding، S. W. البروتين الفيروسي يثبط نشاط الإشارات طويل المدى لإشارة إسكات الجين. EMBO J. 21, 398–407 (2002).

Hamera، S.، Song، X.، Su، L.، Chen، X. & amp Fang، R. Cucumber mosaic virus suppressor 2b يرتبط بالحمض النووي الريبي الصغير المرتبط بـ AGO4 ويضعف أنشطة AGO4. مصنع J. 69, 104–115 (2012).

دوان ، سي. وآخرون. قمع أرابيدوبسيس التقطيع بوساطة ARGONAUTE1 ، وإسكات الحمض النووي الريبي الناجم عن التحوير الجيني ، ومثيلة الحمض النووي من خلال مجالات متميزة من بروتين 2b لفيروس فسيفساء الخيار. الخلية النباتية 24, 259–274 (2012).

Lu، R. et al. تكاثر فيروسات الحيوانات وإسكات مضاد للفيروسات بوساطة الحمض النووي الريبي في أنواع معينة انيقة. طبيعة سجية 436, 1040–1043 (2005).

Li ، H. ، Li ، W. X. & amp Ding ، S. W. التعريفي وقمع إسكات الحمض النووي الريبي بواسطة فيروس حيواني. علم 296, 1319–1321 (2002).

ويلكينز ، سي وآخرون. تداخل الحمض النووي الريبي هو آلية دفاع مضادة للفيروسات في أنواع معينة انيقة. طبيعة سجية 436, 1044–1047 (2005).

Schott ، D.H ، Cureton ، D.K ، Whelan ، S.P & amp Hunter ، C.P. دور مضاد للفيروسات لآلة تداخل الحمض النووي الريبي في أنواع معينة انيقة. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 102, 18420–18424 (2005).

فيليكس ، M.-A. وآخرون. العدوى الطبيعية والتجريبية للديدان الخيطية Caenorhabditis بواسطة فيروسات جديدة مرتبطة بالفيروسات العقدية. بلوس بيول. 9، e1000586 (2011).

آش ، إيه وآخرون. تعدد الأشكال الحذف في أنواع معينة انيقة يعطل المتماثل RIG-I تقطيع الحمض النووي الريبي الفيروسي والمناعة المضادة للفيروسات. eLife 2، e00994 (2013).

دوتشين ، ت.ف وآخرون. تكشف البروتينات الوظيفية عن مكانة الكيمياء الحيوية لـ C. ايليجانس DCR-1 في مسارات متعددة صغيرة بوساطة الحمض النووي الريبي. زنزانة 124, 343–354 (2006).

Lu ، R. ، Yigit ، E. ، Li ، W. X. & amp Ding ، S.W. An RIG-I-Like RNA hellase يتوسط RNAi المضاد للفيروسات في اتجاه التكاثر الحيوي لـ siRNA الفيروسي في أنواع معينة انيقة. بلوس باثوج. 5، e1000286 (2009).

Rehwinkel، J. & amp Reis e Sousa، C. الكشف الدقيق: الكشف عن الفيروس من خلال استشعار الحمض النووي الريبي. علم 327, 284–286 (2010).

Corrêa ، R. L. ، Steiner ، F. A. ، Berezikov ، E. & amp Ketting ، R. F. أنواع معينة انيقة. بلوس جينيت. 6، e1000903 (2010).

Sarkies، P.، Ashe، A.، Le Pen، J.، McKie، M.A & amp Miska، E. A. المنافسة بين الحمض النووي الريبي الصغير المشتق من الفيروسات والداخلية ينظم التعبير الجيني في أنواع معينة انيقة. الدقة الجينوم. 23, 1258–1270 (2013).

شيفابراساد ، بي في وآخرون. تنظم عائلة microRNA الفائقة التكرارات الغنية بالنيوكليوتيدات في موقع الارتباط بالليوسين وغيرها من الرنا المرسال. الخلية النباتية 24, 859–874 (2012).

Marín-González، E. & amp Suárez-López، P. "ومع ذلك فإنه يتحرك": الإشارات من خلية إلى خلية وإشارات المسافات الطويلة بواسطة الرنا الميكروي للنبات. علوم النبات. 196, 18–30 (2012).

لي ، هـ. وآخرون. C. ايليجانس تتوسط piRNAs في المراقبة على مستوى الجينوم لنصوص السلالة الجرثومية. زنزانة 150, 78–87 (2012).

سيث ، إم وآخرون. ال C. ايليجانس يتعارض مسار CSR-1 AGO مع الإسكات اللاجيني لتعزيز التعبير الجيني للخط الجرثومي. ديف. زنزانة 27, 656–663 (2013).

Wedeles، C. J.، Wu، M. Z. & amp Claycomb، J.M. حماية التعبير الجيني للخط الجرثومي بواسطة C. ايليجانس أرجونوت CSR-1. ديف. زنزانة 27, 664–671 (2013).

Tijsterman، M.، May، R.C، Simmer، F.، Okihara، K.L & amp Plasterk، R.HA الجينات المطلوبة لتداخل RNA النظامي في أنواع معينة انيقة. بالعملة. بيول. 14, 111–116 (2004).

تشانغ ، سي وآخرون. ال أنواع معينة انيقة ينظم مجمع RDE-10 / RDE-11 RNAi من خلال تعزيز تضخيم siRNA الثانوي. بالعملة. بيول. 22, 881–890 (2012).

لي ، آر سي ، فينباوم ، آر إل آند أمبروس ، في C. ايليجانس الجين غير المتجانسة lin-4 يشفر الحمض النووي الريبي الصغير مع تكاملية عكسية لـ lin-14. زنزانة 75, 843–854 (1993).

Zhang ، H. & amp Fire ، A. Z. المواصفات المستقلة للخلية للهوية الزمنية بواسطة أنواع معينة انيقة ميكرو آر إن إيه لين -4. ديف. بيول. 344, 603–610 (2010).

Heard، E. & amp Martienssen، R.A. الوراثة فوق الجينية عبر الأجيال: الأساطير والآليات. زنزانة 157, 95–109 (2014).

Law، J.A & amp Jacobsen، S. E. إنشاء وصيانة وتعديل أنماط مثيلة الحمض النووي في النباتات والحيوانات. القس الطبيعة جينيه. 11, 204–220 (2010).

قو ، س.ج.وآخرون. تضخيم سيرنا في أنواع معينة انيقة يولد بصمة مثيلة هيستون H3 ليسين 9 تستهدف التسلسل عبر الأجيال. طبيعة الجينات. 44, 157–164 (2012).

سلوتكين ، آر ك وآخرون. إعادة البرمجة فوق الجينية وإسكات الحمض النووي الريبي الصغير للعناصر القابلة للتحويل في حبوب اللقاح. زنزانة 136, 461–472 (2009). يُظهر أن siRNAs المتنقلة في النباتات تحفز إسكات الينقولات في الجيل التالي.

كالاركو ، ج.ب وآخرون. ترشد إعادة برمجة مثيلة الحمض النووي في حبوب اللقاح الوراثة اللاجينية عبر الحمض النووي الريبي الصغير. زنزانة 151, 194–205 (2012).

إبارا ، سي أ وآخرون. يعزز نزع ميثيل الحمض النووي النشط في الخلايا المصاحبة للنبات مثيلة الترانسبوزون في الأمشاج. علم 337, 1360–1364 (2012).

Henderson ، I.R & amp Jacobsen ، S.E. الميراث اللاجيني في النباتات. طبيعة سجية 447, 418–424 (2007).

جرانت-داونتون ، آر وآخرون. تكشف الرنا الميكروي الاصطناعي عن اختلافات خاصة بالخلايا في نشاط الحمض النووي الريبي الصغير في حبوب اللقاح. بالعملة. بيول. 23، R599 – R601 (2013).

Siomi، M.C، Sato، K.، Pezic، D. & amp Aravin، A. A. PIWI - RNAs الصغيرة المتفاعلة: طليعة الدفاع الجينومي. القس الطبيعة مول. خلية بيول. 12, 246–258 (2011).

داس ، ب. وآخرون. يعمل Piwi و piRNAs في بداية مسار siRNA الداخلي لقمع تنقل Transposon Tc3 في أنواع معينة انيقة خط جرثومي. مول. زنزانة 31, 79–90 (2008).

باتيستا ، ب.جيه وآخرون. تتفاعل PRG-1 و 21U-RNA لتكوين مركب piRNA المطلوب للخصوبة في C. ايليجانس. مول. زنزانة 31, 67–78 (2008).

باجيجن ، م ب وآخرون. وظيفة وأهداف وتطور أنواع معينة انيقة بيرناس. علم 337, 574–578 (2012).

لوتيجن ، إم جيه وآخرون. إسكات الجين الناجم عن Piwi مستقر للغاية في أنواع معينة انيقة. EMBO J. 31, 3422–3430 (2012).

Alcazar، R.M، Lin، R. & amp Fire، A.Z. أنواع معينة انيقة. علم الوراثة 180, 1275–1288 (2008).

Zhuang ، J. J. ، Banse ، S. A. & amp Hunter ، C. P. يساهم الأرجونوت النووي NRDE-3 في RNAi المتعدية في أنواع معينة انيقة. علم الوراثة 194, 117–131 (2013).

Sarkies، P. & amp Miska، E. A. RNAi pathways in التعرف على RNA الأجنبي: الاستجابات المضادة للفيروسات وتفاعلات الطفيليات المضيفة في الديدان الخيطية. بيوتشيم. شركة عبر. 41, 876–880 (2013).

ساركيس ، ب. أند ميسكا ، إ. أ. البيولوجيا الجزيئية. هل يوجد الحمض النووي الريبي الاجتماعي؟ علم 341, 467–468 (2013).

Zong، J.، Yao، X.، Yin، J.، Zhang، D. & amp Ma، H. . الجين 447, 29–39 (2009).

Turchinovich ، A. ، Weiz ، L. & amp Burwinkel ، B. miRNAs خارج الخلية: سر أصلها ووظيفتها. اتجاهات Biochem. علوم. 37, 460–465 (2012).

Gibbings ، D. J. ، Ciaudo ، C. ، Erhardt ، M. & amp Voinnet ، O. ترتبط الأجسام متعددة الحواف بمكونات مجمعات مستجيب ميرنا وتعديل نشاط ميرنا. خلية الطبيعة بيول. 11, 1143–1149 (2009).

لي ، واي إس وآخرون. يرتبط إسكات الحمض النووي الريبي (RNAs) الصغير بالاتجار داخل الجسم. خلية الطبيعة بيول. 11, 1150–1156 (2009).

Gibbings ، D. & amp Voinnet ، O. التحكم في إسكات الحمض النووي الريبي وتوطينه بواسطة الجسيمات الداخلية. اتجاهات خلية بيول. 20, 491–501 (2010).

ياو ، بي ، لا ، إل بي ، تشين ، واي.- سي ، تشانغ ، إل-جيه. & amp Chan، E.KL تحديد دور جديد لـ GW182 في الحفاظ على استقرار ميرنا. ممثل EMBO. 13, 1102–1108 (2012).

Li ، Y. ، Lu ، J. ، Han ، Y. ، Fan ، X. & amp Ding ، S.W يعمل تداخل الحمض النووي الريبي كآلية مناعة مضادة للفيروسات في الثدييات. علم 342, 231–234 (2013).

ميلارد ، ب.ف.آخرون. تدخل الحمض النووي الريبي المضاد للفيروسات في خلايا الثدييات. علم 342, 235–238 (2013).

ستحدث التقنيات القائمة على تسلسل الخلية الواحدة ثورة في علم الكائنات الحية بالكامل. القس الطبيعة جينيه. 14, 618–630 (2013).

Okamura، K. & amp Lai، E.C. داخلي المنشأ الصغير المتداخل الحمض النووي الريبي في الحيوانات. القس الطبيعة مول. خلية بيول. 9, 673–678 (2008).

بروتينات Hutvagner، G. & amp Simard، M. J. Argonaute: اللاعبون الرئيسيون في إسكات RNA. القس الطبيعة مول. خلية بيول. 9, 22–32 (2008).

Pak، J. & amp Fire، A. مجموعات مميزة من المؤثرات الأولية والثانوية أثناء RNAi in C. ايليجانس. علم 315, 241–244 (2007).

Olovnikov ، I. ، Aravin ، A. A. & amp Toth ، K.F. RNA صغير في النواة: RNA-chromatin ping-pong. بالعملة. رأي. جينيه. ديف. 22, 164–171 (2012).

هندرسون ، آي آر وآخرون. تشريح، فحص بدقة نبات الأرابيدوبسيس thaliana وظيفة DICER في معالجة RNA الصغيرة ، وإسكات الجينات ونمذجة مثيلة الحمض النووي. طبيعة الجينات. 38, 721–725 (2006).

شي ، زي وآخرون. التنويع الجيني والوظيفي لمسارات الحمض النووي الريبي الصغيرة في النباتات. بلوس بيول. 2، E104 (2004).

زيلبرمان ، د. وآخرون. دور أرابيدوبسيس ARGONAUTE4 في مثيلة الحمض النووي الريبي الموجهة بواسطة التكرارات المقلوبة. بالعملة. بيول. 14, 1214–1220 (2004).

Kasschau ، K.D et al. التنميط الجينوم وتحليل أرابيدوبسيس siRNAs. بلوس بيول. 5، e57 (2007).

باب ، آي وآخرون. دليل على المعالجة النووية للحمض النووي الريبي الصغير للنبات وسلائف الحمض النووي الريبي قصيرة التداخل. نبات فيزيول. 132, 1382–1390 (2003).

Knight، S. W. & amp Bass، B. L. دور لإنزيم RNase III DCR-1 في تداخل RNA وتطوير الخط الجرثومي في أنواع معينة انيقة. علم 293, 2269–2271 (2001).

كيتينج ، آر إف وآخرون. يعمل Dicer في تدخل RNA وفي تخليق RNA صغير يشارك في توقيت النمو في C. ايليجانس. تطوير الجينات. 15, 2654–2659 (2001).

Sijen، T.، Steiner، F.A، Thijssen، K.L & amp Plasterk، R.HA. تنتج siRNAs الثانوية من تخليق RNA غير المحدود وتشكل فئة متميزة. علم 315, 244–247 (2007).

فيشر ، إس إي جيه وآخرون. تعمل الهليكاز ERI-6/7 في المرحلة الأولى من مسار تضخيم siRNA الذي يستهدف الازدواجية الجينية الحديثة. بلوس جينيت. 7، e1002369 (2011).

جينت ، ج. آي وآخرون. مراحل مميزة من تخليق سيرنا في مسار رني داخلي في C. ايليجانس سوما. مول. زنزانة 37, 679–689 (2010).

Jablonka، E. & amp Lamb، M. J. Soft الميراث: تحدي التوليف الحديث. جينيه. مول. بيول. 31, 2 (2008).

Luna، E.، Bruce، T.JA، Roberts، M.R، Flors، V. & amp Ton، J. من الجيل التالي من المقاومة النظامية المكتسبة. نبات فيزيول. 158, 844–853 (2012).

دوين ، آر إتش وآخرون. انتشار مثيلة الحمض النووي الديناميكي على نطاق واسع استجابة للإجهاد الحيوي. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 109، E2183–2191 (2012).

Bond ، D.M & amp Baulcombe ، D. C. RNAs الصغيرة والتباين الوراثي المتوالي في النباتات. اتجاهات خلية بيول. 24, 100–107 (2014).


لماذا تجعل البلازميدات خطية تعداءً مستقرًا؟ - (مارس / 16/2005)

ما الذي يجعل ترنسفكأيشن حقًا مستقرًا أم عابرًا؟
شكرا إذا أجابني أحدهم.

تعد العدوى العابرة هي العملية التي يتم من خلالها توصيل البلازميد في الخلايا وتحليل الموقف بعد يومين أو ثلاثة أيام.

ولكن إذا كنت تريد تعداءًا مستقرًا ، فأنت بحاجة إلى اختيار الخلايا التي تم دمج البلازميد في جينومها. ومن ثم ، فإنك تضيف ضغط التحديد في الوسائط والخلايا التي لا تهمها تموت.

بشكل عام ، لا يخطي الناس البلازميد قبل ترنسفكأيشن. ولكن إذا كنت تريد مزيدًا من الأمان فيما يتعلق بالموقع الذي يتم فيه فتح البلازميد في الخلية (خطوة ضرورية للتكامل في الجينوم ، فيمكن تحويل البلازميد إلى خطي.

بصراحة أنا لا أخطي في كل مرة قبل تعداء.

لمزيد من المتابعة مع هذه المناقشة ، يمكن أن يؤثر حجم البلازميد على كفاءة تعداء العدوى ، والتي لها آثار على إنشاء خطوط خلوية مستقرة.

للحصول على مرجع جيد ، يرجى التحقق من بحوث الأحماض النووية مقال بقلم كريس وآخرون يحقق في هذه الظاهرة على http://nar.oupjournals.org/cgi/content/full/27/19/3792

(ملاحظة: تشير هذه المقالة أيضًا إلى الملاحظات المتعلقة بمستوى التعبير الجيني الذي تم تحقيقه باستخدام الحمض النووي الملفوف مقابل الحمض النووي الخطي.)

كانت أنشطة لوسيفيراز المقاسة في خلايا هيلا المنقولة (الشكل 5) تعتمد على حجم DNA البلازميد ، إما فائق الالتفاف أو خطي. لذلك ، تحدد طوبولوجيا جزيئات الحمض النووي المنقولة مستوى التعبير الجيني ولكن جزيئات الحمض النووي الصغيرة لها كفاءة تعداء أعلى من الجزيئات الأكبر. قد تكون الكفاءة الأكبر للترنسفكأيشن للبلازميدات الصغيرة بالنسبة إلى تلك الموجودة في البلازميدات الأكبر نتيجة للاختلافات في خطوة من عملية تعداء العدوى والتي تحدث بعد استيعاب الجسيمات. Szoka et al. اقترح (29) مؤخرًا أن الالتقام الخلوي لمجمعات الدهون الكاتيونية والحمض النووي يزعزع استقرار الغشاء الداخلي ، مما يؤدي إلى إزاحة الدهن الموجب من الحمض النووي والإفراج اللاحق عن الحمض النووي في السيتوبلازم. بهر وآخرون (30) افترض أيضًا أن الحمض النووي يتم إطلاقه من الدهون الموجبة في السيتوبلازم من خلال خلط الدهون والتبادل التنافسي مع البوليمرات الأنيونية مثل mRNA السيتوبلازمي. على أساس هذه التقارير ، نقترح أن حجم الحمض النووي قد يفسر إما آلية إطلاق الحمض النووي من الدهون الموجبة أو الهجرة داخل الخلايا للحمض النووي من السيتوبلازم إلى النواة ، أو كليهما. & مثل

شكرًا جزيلاً & # 33 على الرغم من أنني قمت بتحويل البلازميدات الخطية إلى خلايا جذعية جنينية ، إلا أن العديد من الحيوانات المستنسخة التي تم الحصول عليها ماتت للتو في الممرات رقم 3-10. أخذت استنساخًا واحدًا وانقسمت إلى ثقافتين ، واحدة مع المضادات الحيوية المختارة (بوروميسين) والأخرى بدونها. تكاثرت الثقافة التي لا تحتوي على بوروميسين بسرعة ، لكن تلك التي تحتوي على بوروميسين تلاشت. لذلك لا أعرف لماذا حتى لدي بلازميدات خطية ، فإن معظم المواد المعدلة غير مستقرة؟ هل من الممكن أن تحاول خلاياي التخلص من الجينات المتكاملة؟

أهلا
إذا ماتت خلاياك التي تحتوي على البوروميسين ، فهذا لأنهم لم يكملوا الجين. ربما يمكنك السماح لهم بدمج الجين لفترة أطول (يومين / ثلاثة أيام)؟

لقد أجريت ترنسفكأيشن عن طريق التثقيب الكهربائي وبعد يوم واحد أضفت وسط سيليكتين. بعد 7 أيام من ظهور الحيوانات المستنسخة المرئية ، أخذت هذه الحيوانات المستنسخة لاستنبات الخلايا الجذعية الجنينية الطبيعية لأخذ عينات لتحليلها وإبقاء الخلايا في المجمد. مات المزيد من الحيوانات المستنسخة عندما اخترت تركيزًا عاليًا من البوروميسين & # 33 بالمناسبة لدي سؤال آخر. هل يمكن أن يكون لضغط الاختيار المتزايد علاقة بالتعبير الأعلى للنقطة المهمة؟ نظرًا لأنني أستطيع اكتشاف mRNA لـ GOI ولكن لا يمكنني اكتشاف البروتين بواسطة WB ، نصحني أحدهم بزيادة تركيز البوروميسين. لا أفهم الأساس المنطقي وراء ذلك.

شكرًا جزيلاً على الإجابات المنتظمة & # 33
ثوي

حسنًا ، أتمنى أن تكون GOI و POI للجينات / البروتين ذي الأهمية

بما أن البوروميسين والحكومة الإسرائيلية ليسا تحت المروج نفسه ، فلا توجد علاقة مباشرة بين نشاطي النسخ. بالمناسبة الترجمات ليست مرتبطة مباشرة.
عن طريق زيادة تركيز البوروميسين ، فإنك تختار الخلايا التي تحتوي على نسبة عالية من الجين البوروميسين. لكن لا يمكنك لمس تعبير الحكومة الإسرائيلية. All you get is more clones dying and no effect on POI (non detected in WB, is it?)
What's your promoter?


MiRNA Resarch Product Offerings

It is quite clear that miRNA research has great promise and may be the backbone of many of the most cutting-edge medical therapies of tomorrow. To keep up with the growing interest in miRNA, we have made a strong commitment to this rapidly developing area of research and is in the process of developing a comprehensive product portfolio to our customers including miRNA isolation, amplification, profiling, and functional analysis. The mirPremier microRNA Isolation Kit complements the already robust MISSION ® RNAi product line which includes a broad choice of MISSION ® siRNA, MISSION ® miRNA mimics and shRNA products and services such as libraries, mRNA detection reagents, antibodies and AQUA™ peptides for protein level detection. An entire workflow of supporting reagents including cell culture, cell biology compounds and assays, transfection reagents, and much more).


Nanoparticles used to transport anti-cancer agent to cells

Cells with MOFs carrying siRNA. Credit: University of Cambridge

Scientists from the University of Cambridge have developed a platform that uses nanoparticles known as metal-organic frameworks to deliver a promising anti-cancer agent to cells.

Research led by Dr. David Fairen-Jimenez, from the Cambridge Department of Chemical Engineering and Biotechnology, indicates metal-organic frameworks (MOFs) could present a viable platform for delivering a potent anti-cancer agent, known as siRNA, to cells.

Small interfering ribonucleic acid (siRNA), has the potential to inhibit overexpressed cancer-causing genes, and has become an increasing focus for scientists on the hunt for new cancer treatments.

Fairen-Jimenez's group used computational simulations to find a MOF with the perfect pore size to carry an siRNA molecule, and that would breakdown once inside a cell, releasing the siRNA to its target. Their results were published today in Cell Press journal, تشيم.

Some cancers can occur when specific genes inside cells cause over-production of particular proteins. One way to tackle this is to block the gene expression pathway, limiting the production of these proteins.

SiRNA molecules can do just that—binding to specific gene messenger molecules and destroying them before they can tell the cell to produce a particular protein. This process is known as 'gene knockdown'. Scientists have begun to focus more on siRNAs as potential cancer therapies in the last decade, as they offer a versatile solution to disease treatment—all you need to know is the sequence of the gene you want to inhibit and you can make the corresponding siRNA that will break it down. Instead of designing, synthesising and testing new drugs—an incredibly costly and lengthy process—you can make a few simple changes to the siRNA molecule and treat an entirely different disease.

One of the problems with using siRNAs to treat disease is that the molecules are very unstable and are often broken down by the cell's natural defence mechanisms before they can reach their targets. SiRNA molecules can be modified to make them more stable, but this compromises their ability to knock down the target genes. It's also difficult to get the molecules into cells—they need to be transported by another vehicle acting as a delivery agent.

Crystalline metal-organic framework. Credit: David Fairen-Jimenez

The Cambridge researchers have used a special nanoparticle to protect and deliver siRNA to cells, where they show its ability to inhibit a specific target gene.

Fairen-Jimenez leads research into advanced materials, with a particular focus on MOFs: self-assembling 3-D compounds made of metallic and organic building blocks connected together.

There are thousands of different types of MOFs that researchers can make—there are currently more than 84,000 MOF structures in the Cambridge Structural Database with 1000 new structures published each month—and their properties can be tuned for specific purposes. By changing different components of the MOF structure, researchers can create MOFs with different pore sizes, stabilities and toxicities, enabling them to design structures that can carry molecules such as siRNAs into cells without harmful side effects.

"With traditional cancer therapy if you're designing new drugs to treat the system, these can have different behaviours, geometries, sizes, and so you'd need a MOF that is optimal for each of these individual drugs," says Fairen-Jimenez. "But for siRNA, once you develop one MOF that is useful, you can in principle use this for a range of different siRNA sequences, treating different diseases."

"People that have done this before have used MOFs that don't have a porosity that's big enough to encapsulate the siRNA, so a lot of it is likely just stuck on the outside," says Michelle Teplensky, former Ph.D. student in Fairen-Jimenez's group, who carried out the research. "We used a MOF that could encapsulate the siRNA and when it's encapsulated you offer more protection. The MOF we chose is made of a zirconium based metal node and we've done a lot of studies that show zirconium is quite inert and it doesn't cause any toxicity issues."

Using a biodegradable MOF for siRNA delivery is important to avoid unwanted build-up of the structures once they've done their job. The MOF that Teplensky and team selected breaks down into harmless components that are easily recycled by the cell without harmful side effects. The large pore size also means the team can load a significant amount of siRNA into a single MOF molecule, keeping the dosage needed to knock down the genes very low.

"One of the benefits of using a MOF with such large pores is that we can get a much more localised, higher dose than other systems would require," says Teplensky. "SiRNA is very powerful, you don't need a huge amount of it to get good functionality. The dose needed is less than 5% of the porosity of the MOF."

Credit: University of Cambridge

A problem with using MOFs or other vehicles to carry small molecules into cells is that they are often stopped by the cells on the way to their target. This process is known as endosomal entrapment and is essentially a defence mechanism against unwanted components entering the cell. Fairen-Jimenez's team added extra components to their MOF to stop them being trapped on their way into the cell, and with this, could ensure the siRNA reached its target.

The team used their system to knock down a gene that produces fluorescent proteins in the cell, so they were able to use microscopy imaging methods to measure how the fluorescence emitted by the proteins compared between cells not treated with the MOF and those that were. The group made use of in-house expertise, collaborating with super-resolution microscopy specialists Professors Clemens Kaminski and Gabi Kaminski-Schierle, who also lead research in the Department of Chemical Engineering and Biotechnology.

Using the MOF platform, the team were consistently able to prevent gene expression by 27%, a level that shows promise for using the technique to knock down cancer genes.

Fairen-Jimenez believes they will be able to increase the efficacy of the system and the next steps will be to apply the platform to genes involved in causing so-called hard-to-treat cancers.

"One of the questions we get asked a lot is 'why do you want to use a metal-organic framework for healthcare?', because there are metals involved that might sound harmful to the body," says Fairen-Jimenez. "But we focus on difficult diseases such as hard-to-treat cancers for which there has been no improvement in treatment in the last 20 years. We need to have something that can offer a solution just extra years of life will be very welcome."

The versatility of the system will enable the team to use the same adapted MOF to deliver different siRNA sequences and target different genes. Because of its large pore size, the MOF also has the potential to deliver multiple drugs at once, opening up the option of combination therapy.


تتكيف الحيوانات المنوية بدرجة عالية لتوصيل حمضها النووي إلى البويضة

Typical sperm are “stripped-down” cells, equipped with a strong flagellum to propel them through an aqueous medium but unencumbered by cytoplasmic organelles such as ribosomes, endoplasmic reticulum, or Golgi apparatus, which are unnecessary for the task of delivering the DNA to the egg. Sperm, however, contain many mitochondria strategically placed where they can most efficiently power the flagellum. Sperm usually consist of two morphologically and functionally distinct regions enclosed by a single plasma membrane: the tail, which propels the sperm to the egg and helps it to burrow through the egg coat, and the head, which contains a condensed haploid nucleus (Figure 20-25). The DNA in the nucleus is extremely tightly packed, so that its volume is minimized for transport, and transcription is shut down. The chromosomes of many sperm have dispensed with the histones of somatic cells and are packed instead with simple, highly positively charged proteins called protamines.

Figure 20-25

A human sperm. It is shown in longitudinal section.

In the head of most animal sperm, closely apposed to the anterior end of the nuclear envelope, is a specialized secretory vesicle called the acrosomal vesicle (see Figure 20-25). This vesicle contains hydrolytic enzymes that may help the sperm to penetrate the egg's outer coat. When a sperm contacts an egg, the contents of the vesicle are released by exocytosis in the so-called acrosome reaction in some sperm, this reaction also exposes or releases specific proteins that help bind the sperm tightly to the egg coat.

The motile tail of a sperm is a long flagellum, whose central axoneme emanates from a basal body situated just posterior to the nucleus. As described in Chapter 16, the axoneme consists of two central singlet microtubules surrounded by nine evenly spaced microtubule doublets. The flagellum of some sperm (including those of mammals) differs from other flagella in that the usual 9 + 2 pattern of the axoneme is further surrounded by nine outer dense fibers (Figure 20-26). These dense fibers are stiff and noncontractile, and it is not known what role they have in the active bending of the flagellum, which is caused by the sliding of adjacent microtubule doublets past one another. Flagellar movement is driven by dynein motor proteins, which use the energy of ATP hydrolysis to slide the microtubules, as discussed in Chapter 16. The ATP is generated by highly specialized mitochondria in the anterior part of the sperm tail (called the midpiece), where the ATP is needed (see Figures 20-25 and 20-26).

Figure 20-26

Drawing of the midpiece of a mammalian sperm as seen in cross section in an electron microscope. The core of the flagellum is composed of an axoneme surrounded by nine dense fibers. The axoneme consists of two singlet microtubules surrounded by nine microtubule (more. )


Remarkable RNA: Tales of a Genetic Messenger

RNA is best known as a messenger that carries genetic information, but this versatile molecule is involved in many other essential cellular functions, as well. Here’s a quick rundown of the types of RNA that scientists are discovering and learning more about with funding from the National Institutes of Health.

The Translators

These RNAs are involved in the fundamental process of translation, when the information in our genes is decoded and used to produce proteins.

Messenger RNA, or mRNA, transfers information held in genes to the ribosome, where cellular proteins are made. Each of our cells carries tens of thousands of different mRNAs, which give rise to a broad array of proteins.

Ribosomal RNA, or rRNA, is a part of the ribosome that plays a direct role in linking protein building blocks called amino acids. Humans have four kinds of rRNAs.

Transfer RNA, or tRNA, decodes the genetic information held in the mRNA and helps add amino acids to a growing protein chain. Scientists estimate that human cells have more than 500 different tRNAs.

The Regulators

Despite their small size, these RNAs have a huge impact on controlling the patterns of gene activity in our cells.

Small interfering RNA, or siRNA, is a piece of RNA that the cell snips from an invading virus or other threat and then uses to seek out and destroy the potentially deadly intruder. Because of their ability to target and inactivate specific segments of RNA, siRNAs have also become a powerful research tool for learning more about how genes function.

MicroRNA, or miRNA, is a tiny piece of cellular RNA that regulates protein production by binding to mRNA and blocking its ability to function. Scientists have uncovered hundreds of miRNAs in humans, and they estimate that miRNAs regulate more than half of our protein-coding genes.

Piwi-interacting RNA, or piRNA, is largely restricted to egg and sperm cells, unlike siRNA and miRNA, which function in many cell types. piRNAs help ensure the integrity of the important pool of DNA that gets transmitted to future generations by blocking roving genetic elements that can jump into genes and cause mutations.

Long intervening noncoding RNA, or lincRNA, appears to function as a scaffold for coordinating the activities of proteins that regulate gene activities. More than 8,000 lincRNAs are encoded in human DNA.

The Processors

Many RNA molecules need to be cut, pasted, trimmed or chemically modified before they can function. These RNAs are involved in processing other types of RNA, including many of the ones mentioned above, into their final forms.

Small nuclear RNA, or snRNA, teams up with a host of proteins to form the spliceosome, a complex that snips out extraneous segments of mRNA to make a fully functional molecule that can then code for a protein. Humans have five snRNAs, each with its own role in the process.

Small nucleolar RNA, or snoRNA, identifies the rRNA targets for the addition of a chemical group or for rearrangement. The modifications produce a functional rRNA molecule that works in the ribosome.

M1 RNA helps clip tRNAs in bacteria so that these molecules can decode genetic information. Its discovery made it a &ldquocelebrity&rdquo in the RNA world because it was the first time researchers had found evidence that RNA could act as a catalyst that controls and directs cellular functions. The scientist who made this discovery, Sidney Altman, won a Nobel Prize in 1989 along with Thomas Cech, who independently uncovered evidence for catalytic activity in RNA when he discovered a self-splicing RNA molecule.

Research on these and other RNAs has led scientists to a broader understanding of RNA’s critical role in many important cellular processes and of how impairments in these processes can lead to disease. Scientists are also harnessing RNA as a research tool and as the basis for new therapies for infections, cancer and other conditions.


شاهد الفيديو: siRNA Pathway (كانون الثاني 2022).