معلومة

9.2: التفاعلات بين التربة والنبات - علم الأحياء


تلعب التربة دورًا رئيسيًا في نمو النبات. تشمل الجوانب المفيدة للنباتات توفير الدعم المادي والمياه والحرارة والمغذيات والأكسجين (الشكل ( PageIndex {1} )). يمكن أن تذوب المغذيات المعدنية من التربة في الماء ثم تصبح متاحة للنباتات. على الرغم من أن العديد من جوانب التربة مفيدة للنباتات ، إلا أن المستويات العالية جدًا من المعادن النزرة (سواء كانت طبيعية أو مضافة من قبل الإنسان) أو مبيدات الأعشاب المطبقة يمكن أن تكون سامة لبعض النباتات.

تعتبر نسبة المواد الصلبة / الماء / الهواء في التربة مهمة للغاية للنباتات من أجل مستويات الأوكسجين المناسبة وتوافر المياه. يمكن أن تؤدي المسامية المفرطة مع الفضاء الجوي ، كما هو الحال في التربة الرملية أو الحصوية ، إلى نقص المياه المتاحة للنباتات ، خاصة خلال المواسم الجافة عندما يكون منسوب المياه منخفضًا. يمكن أن يؤدي الكثير من الماء ، في المناطق سيئة الصرف ، إلى ظروف نقص الأكسجين في التربة ، والتي قد تكون سامة لبعض النباتات.

امتصاص النباتات للمغذيات

تعتبر العديد من العناصر التي تم الحصول عليها من التربة ضرورية لنمو النبات. المغذيات الكبيرة المقدار، بما في ذلك C و H و O و N و P و K و Ca و Mg و S ، تحتاجها النباتات بكميات كبيرة. يتم الحصول على C و H و O بشكل أساسي من الغلاف الجوي أو من مياه الأمطار. هذه العناصر الثلاثة هي المكونات الرئيسية لمعظم المركبات العضوية ، مثل البروتينات والدهون والكربوهيدرات والأحماض النووية. يتم الحصول على العناصر الستة الأخرى (N و P و K و Ca و Mg و S) عن طريق جذور النباتات من التربة وتستخدم بشكل مختلف لتخليق البروتين وتخليق الكلوروفيل ونقل الطاقة وتقسيم الخلايا وتفاعلات الإنزيم و التوازن (عملية تنظيم الظروف داخل الكائن الحي).

المغذيات الدقيقة هي عناصر أساسية مطلوبة بكميات صغيرة فقط ، ولكن لا يزال من الممكن أن تحد من نمو النبات لأن هذه العناصر الغذائية ليست وفيرة في الطبيعة. تشمل المغذيات الدقيقة الحديد (Fe) والمنغنيز (Mn) والبورون (B) والموليبدينوم (Mo) والكلور (Cl) والزنك (Zn) والنحاس (Cu). هناك بعض العناصر الأخرى التي تساعد على نمو النبات ولكنها ليست ضرورية تمامًا.

المغذيات الدقيقة والمغذيات الكبيرة مرغوبة في تركيزات معينة ويمكن أن تكون ضارة بنمو النبات عندما تكون التركيزات في محلول التربة إما منخفضة جدًا (محدودة) أو مرتفعة جدًا (سمية). المغذيات المعدنية مفيدة للنباتات فقط إذا كانت في شكل قابل للاستخراج في محاليل التربة ، مثل الأيونات المذابة بدلاً من المعادن الصلبة. تنتقل العديد من العناصر الغذائية عبر التربة إلى نظام الجذر نتيجة لتدرجات التركيز ، وتتحرك بالانتشار من التركيزات العالية إلى التركيزات المنخفضة. ومع ذلك ، يتم امتصاص بعض العناصر الغذائية بشكل انتقائي من قبل أغشية الجذر ، مما يسمح بأن تصبح التركيزات أعلى داخل النبات عنها في التربة.


9.2: التفاعلات بين التربة والنبات - علم الأحياء

بريد إلكتروني: [email protected]
الموقع الإلكتروني: https://biologicalsciences.leeds.ac.uk/school-of-biology/staff/403/tom-thirkell
الخبرة: الشعير ، التجارب الميدانية ، تتبع النظائر ، الأيض ، الفحص المجهري ، التربية الجزيئية ، القمح
مجالات البحث: النظم الإيكولوجية الزراعية ، المناخ ، علم وظائف الأعضاء- البيئة ، علم وظائف الأعضاء- المحاصيل ، الميكروبيوم الجذري ، الجذرية الفطرية ، كربون التربة ، ميكروبيوم التربة ، تفاعلات نباتات التربة ، التكافل


Adams MA، Attiwill PM (1986) دورة المغذيات وتمعدن النيتروجين في غابات الأوكالبت في جنوب شرق أستراليا. II. مؤشرات تمعدن النيتروجين. تربة النبات 92: 341-362

Amer F، Bouldin DR، Black CA، Duke FR (1955) توصيف فوسفور التربة بامتصاص راتينج التبادل الأنيوني و P 32 - موازنة. تربة النبات 6: 391-408

Andrade G ، Mihara KL ، Linderman RG ، Bethlenfalvay GJ (1997) بكتيريا من جذور الغلاف الجوي وتربة الغلاف الجوي من الفطريات الجذرية المختلفة. تربة النبات 192: 71-79

Allen EB، Allen MF، Helm DJ (1995) أنماط وتنظيم نبات الفطريات الفطرية والتنوع الفطري. تربة النبات 170: 47-62

Angus JF، Gardner PA، Kirkegaard JA، Desmarchelier JM (1994) ، يمنع التبخير الحيوي - isothiocyanates المنطلق من جذور البراسيكا نمو الفطر الذي يأخذ الكل. تربة النبات 162: 107 - 112

Baldani VLD ، Alvarez MAD ، Baldani JI ، Döbereiner J (1986) إنشاء لقاح أزوسبيريلوم spp في الجذور وفي جذور القمح والذرة الرفيعة المزروعة في الحقول. تربة النبات 90: 35-46

Baldwin JP Nye PH، Tinker PB (1973) امتصاص المواد المذابة بواسطة أنظمة جذر متعددة من التربة. ثالثا. نموذج لحساب امتصاص المذاب. تربة النبات 38: 621-635

Bartlett RJ، Riego DC (1972) تأثير عملية إزالة معدن ثقيل على سمية الألومنيوم. تربة النبات 37: 419-423

Bates LS ، Waldren RP ، Teare ID (1973) التحديد السريع للبرولين الحر لدراسات الإجهاد المائي. تربة النبات 39: 205-207

Birch HF (1958) تأثير تجفيف التربة على تحلل الدبال وتوافر النيتروجين. تربة النبات 10: 9-31

Birch IF (1959) ملاحظات إضافية على تحلل الدبال والنترة. تربة النبات 11: 262-286

البتولا HF (1960) النترجة في التربة بعد فترات جفاف مختلفة. تربة النبات 12: 81-96

Bocock KL ، Gilbert OJW (1957) اختفاء فضلات الأوراق تحت ظروف الغابات المختلفة. تربة النبات 9: 179-185

Boddey RM ، Deoliveira OC ، Urquiga S ، Reis VM ، Deolivares FL ، Baldani VLD ، Döbereiner J (1995) التثبيت البيولوجي للنيتروجين المرتبط بقصب السكر والأرز - مساهمات وآفاق التحسين. تربة النبات 174: 195 - 209

Bolan NS (1991) مراجعة نقدية لدور الفطريات الجذرية في امتصاص الفسفور بواسطة النباتات. تربة النبات 134: 189 - 207

Bowen GD، Rovira AD (1961) تأثيرات الكائنات الدقيقة على نمو النبات. تربة النبات 15: 166-188

Brown GG (1995) كيف تؤثر ديدان الأرض على تنوع مجتمع الحيوانات الدقيقة والحيوانية. تربة النبات 170: 209-231

Cavalcante VA، Döbereiner J (1988) بكتيريا جديدة مقاومة للأحماض للنيتروجين مرتبطة بقصب السكر. تربة النبات 108: 23-31

Cavigelli MA ، Robertson GP ، Klug MJ (1995) ملامح ميثيل استر (شهرة) الأحماض الدهنية كمقاييس لهيكل مجتمع التربة الميكروبي. تربة النبات 170: 99-113

Cotrufo MF ، Ineson P ، Rowland AP (1994) تحلل فضلات أوراق الشجر المزروعة تحت ثاني أكسيد الكربون المرتفع2- تأثير جودة القمامة. تربة النبات 163: 121-130

Coutts MP (1983) هندسة الجذر واستقرار الشجرة. تربة النبات 71: 171-188

Cox WJ، Reisenauer HM (1973) النمو وامتصاص الأيونات بواسطة النيتروجين المزود بالقمح على هيئة نترات أو أمونيوم أو كليهما. تربة النبات 38: 363-380

Dijkshoorn W ، Van Wijk AL (1967) متطلبات الكبريت للنباتات كما يتضح من نسبة الكبريت والنيتروجين في المادة العضوية مراجعة للبيانات المنشورة. تربة النبات 26: 129-157

Drew MC (1983) إصابة النبات والتكيف مع نقص الأكسجين في بيئة الجذر - مراجعة. تربة النبات 75: 179-199

Ericsson T (1995) نسبة النمو ونسبة النمو الجذري للشتلات فيما يتعلق بتوافر المغذيات. تربة النبات 168: 205-214

Fox RH ، Myers RJK ، Vallis I (1990) معدل تمعدن النيتروجين لبقايا البقوليات في التربة كما يتأثر بمحتوياتها من البوليفينول ، اللجنين ، والنيتروجين. تربة النبات 129: 251-259

فرانسيس آر ، ريد دي جي (1994) مساهمات الفطريات الفطرية في تحديد بنية المجتمع النباتي. تربة النبات 159: 11-25

Frankenberger WT، Abdelmagid HM (1985) المعلمات الحركية لمعدلات تمعدن النيتروجين للمحاصيل البقولية المدمجة في التربة. تربة النبات 87: 257-271

Fried M، Broeshart H (1975) قياس مستقل لكمية النيتروجين المثبتة بواسطة محصول بقولي. تربة النبات 43: 707-711

Fried M، Middelboe V (1977) قياس كمية النيتروجين المثبتة بواسطة محصول البقول. تربة النبات 47: 713-715

Gardner WK، Parbery DG، Barber DA (1982) اقتناء الفوسفور بواسطة الترمس ألبس L. I. بعض خصائص واجهة جذر التربة. تربة النبات 68: 19-32

Gardner WK، Barber DA، Parbery DG (1983) اقتناء الفوسفور بواسطة الترمس ألبس تربة النبات 70: 107-124

جورج إي ، رومولد الخامس (1999) تمهيد. التربة النباتية 215: 1-4

Gorham J ، Jones RGW ، McDonnell E (1985) بعض آليات تحمل الملح في نباتات المحاصيل. تربة النبات 89: 15-40

Graham RD، Ascher JS، Hynes SC (1992) اختيار الأنماط الجينية للحبوب الفعالة من الزنك للتربة ذات الحالة المنخفضة من الزنك. تربة النبات 146: 241 - 250

Graham JH، Miller RM (2005) Mycorrhizas: الجين للعمل. تربة النبات 274: 79-100

Graham PH، Parker CA (1964) ميزات التشخيص في توصيف بكتيريا عقيدات الجذر في البقوليات. تربة النبات 20: 383-396

Greenland DJ، Kowal JML (1960) المحتوى الغذائي للغابات الاستوائية الرطبة في غانا. تربة النبات 12: 154-173

Guha MM، Mitchell RL (1966) تركيبة العناصر النادرة والرئيسية لأوراق بعض الأشجار المتساقطة الأوراق. تربة النبات 24: 90 - 112

Haanstra I، Doelman P، Oude Voshaar JH (1985) استخدام منحنيات الاستجابة للجرعة السينية في أبحاث السمية البيئية للتربة. تربة النبات 84: 293-297

Hassink J (1997) قدرة التربة على الحفاظ على الكربون والنيتروجين العضويين من خلال ارتباطهما بجزيئات الطين والطمي. تربة النبات 191: 77-87

Haynes RJ (1982) آثار الجير على توافر الفوسفات في التربة الحمضية - مراجعة نقدية. تربة النبات 68: 289-308

Heinemeyer O ، Insam H ، Kaiser EA ، Walenzik G (1989) قياسات الكتلة الحيوية الميكروبية للتربة وقياسات التنفس - تقنية آلية تعتمد على تحليل الغاز بالأشعة تحت الحمراء. تربة النبات 116: 191-195

Hinsinger P (2001) التوافر الحيوي للفوسفور غير العضوي في التربة في منطقة الجذور كما يتأثر بالتغيرات الكيميائية التي يسببها الجذور: مراجعة. تربة النبات 237: 173 - 195

Hinsinger P، Marschner P (2006) Rhizosphere - وجهات نظر وتحديات - تكريمًا لورنز هيلتنر 12-17 سبتمبر 2004- ميونيخ ، ألمانيا. تربة النبات 283: السابع والثامن

Hoffland E ، Findenegg GR ، Nelemans JA (1989) إذابة فوسفات الصخور عن طريق الاغتصاب. II. نضح الجذور المحلية للأحماض العضوية كاستجابة للتجويع P. تربة النبات 113: 161 - 165

Hook PB، Burke IC، Lauenroth WK (1991) عدم تجانس التربة والنبات N و C المرتبط بالنباتات الفردية والفتحات في سهول أمريكا الشمالية قصيرة العشب. تربة النبات 138: 247-256

Houba VJG، Novozamsky I، Huybregts AWM، Vanderlee JJ (1986) مقارنة بين استخلاص التربة بمقدار 0.01 M CaCl2، بواسطة EUF وبعض إجراءات الاستخراج التقليدية. تربة النبات 96: 433-437

جارفيس إس سي ، جونز إل إتش بي ، هوبر إم جي (1976) امتصاص الكادميوم من المحلول بواسطة النباتات ونقله من الجذور إلى البراعم. تربة النبات 44: 179-191

جونسون CM ، Stout PR ، Broyer TC ، Carlton AB (1957) متطلبات الكلور المقارنة لأنواع نباتية مختلفة. تربة النبات 8: 337-353

جونز DL (1998) الأحماض العضوية في منطقة الجذور - مراجعة نقدية. التربة النباتية 205: 25-44

Jones DL، Darrah PR (1994) دور الأحماض العضوية المشتقة من الجذور في تعبئة العناصر الغذائية من الجذور. تربة النبات 166: 247-257

Kang BT، Wilson GF، Sipkens L (1981) زقاق زراعة الذرة (زيا ميس L.) وليوكينا (Leucaena leucocephala Lam) في جنوب نيجيريا. تربة النبات 63: 165 - 179

Kennedy AC، Smith KL (1995) التنوع الميكروبي في التربة واستدامة التربة الزراعية. تربة النبات 170: 75-86

Killham K، Yeomans C (2001) قياس تدفق الكربون في Rhizosphere والآثار المترتبة عليه: من النظائر إلى جينات المراسل. تربة النبات 232: 91-96

Kinraide TB (1991) هوية أنواع الألمنيوم السامة للجذور. تربة النبات 134: 167–178

Knight B و Zhao FJ و McGrath SP و Shen ZG (1997) يمتص الزنك والكادميوم بواسطة فرط التراكم Thlaspi caerulescens في التربة الملوثة وتأثيره على التركيز والانتواع الكيميائي للمعادن في محلول التربة. تربة النبات 197: 71-78

Kothari SK، Marschner H، Römheld V (1991) مساهمة خيوط الميكورايزال VA في اكتساب الفوسفور والزنك عن طريق الذرة المزروعة في تربة كلسية. تربة النبات 131: 177-185

Kreutzer K (1995) آثار الجير الحرجي على عمليات التربة. تربة النبات 168: 447-470

Li X-L، George E، Marschner H (1991) امتداد منطقة استنفاد الفوسفور في البرسيم الأبيض VA-mycorrhizal في تربة كلسية. تربة النبات 136: 41-48

Liu J ، Uhde-Stone C ، Li A ، Vance C ، Allan D (2001) ناقل فوسفات مع تعبير محسن في جذور البروتينات للترمس الأبيض (الترمس ألبس L.). تربة النبات 237: 257-266

Lynch JM ، Whipps JM (1990) تدفق الركيزة في منطقة الجذور. تربة النبات 1291: 1-10

Mariotti A، Germon JC، Hubert P، Kaiser P، Letolle R، Tardieux A، Tardieux P (1981) التحديد التجريبي لتجزئة النظائر الحركية للنيتروجين: بعض المبادئ التوضيحية لعمليات نزع النتروجين والنترة. تربة النبات 62: 413-430

Marschner H (1991) آليات تكيف النباتات مع التربة الحمضية. تربة النبات 134: 1-20

Marschner H ، Dell B (1994) امتصاص المغذيات في التعايش الفطري. تربة النبات 159: 89-102

Marschner H ، Römhold V (1994) إستراتيجيات النباتات لاكتساب الحديد. تربة النبات 165: 261-274

Marschner P ، Crowley DE ، Higashi RM (1997) النضح الجذري والحالة الفسيولوجية للالزائفة الزائفة الفلورية المستعمرة للجذور في الفلفل الفطري وغير الفطري (الفليفلة الحولية L.). تربة النبات 189: 11-20

Marschner P، Crowley D، Yang CH (2004) تطوير مجتمعات بكتيرية معينة في جذور الغلاف الجوي فيما يتعلق بأنواع النباتات والتغذية ونوع التربة. تربة النبات 261: 199-208

Mason PA، Wilson J، Last FT، Walker C (1983) مفهوم الخلافة فيما يتعلق بانتشار الفطريات الفطرية المغلفة على شتلات الأشجار الملقحة التي تنمو في تربة غير معقمة. تربة النبات 71: 247-256

McGrath SP، Shen ZG، Zhao FJ (1997) امتصاص المعادن الثقيلة والتغيرات الكيميائية في منطقة الجذور Thlaspi caerulescens و Thlaspi ochroleucum نمت في تربة ملوثة. تربة النبات 188: 153-159

McInroy JA، Kloepper JW (1995) مسح للخلايا الداخلية البكتيرية الأصلية من القطن والذرة الحلوة. تربة النبات 173: 337-342

Melillo JM ، Aber JD ، Linkins AE ، Ricca A ، Fry B ، Nadelhoffer KJ (1989) ديناميات الكربون والنيتروجين على طول سلسلة الاضمحلال المستمرة - نفايات النبات إلى المادة العضوية في التربة. تربة النبات 115: 189 - 198

Mench M، Martin E (1991) تعبئة الكادميوم والمعادن الأخرى من تربتين عن طريق الإفرازات الجذرية لـ زيا ميس لام ، نيكوتيانا تاباكوم الأرض نيكوتيانا روستيكا ل.تربة النبات 132: 187-196

Mosier AR، Duxbury JM، Freney JR، Heinemeyer O، Minami K (1996) انبعاثات أكسيد النيتروز من الحقول الزراعية: التقييم والقياس والتخفيف. تربة النبات 181: 95-108

Munns DN (1968) ميديكاغو ساتيفا في ثقافة الحل. تربة النبات 28: 129-146

Murry MA ، Fontaine MS ، Torrey JG (1984) حركية النمو وتحريض النيتروجين في فرانكيا sp HFPArI 3 نمت في ثقافة دفعية. تربة النبات 78: 61-78

Nadelhoffer KJ، Aber JD، Melillo JM (1984) الأنماط الموسمية لامتصاص الأمونيوم والنترات في تسعة أنظمة بيئية للغابات المعتدلة. تربة النبات 80: 321-335

Neumann G ، Römheld V (1999) إفراز جذر الأحماض الكربوكسيلية والبروتونات في النباتات التي تعاني من نقص الفوسفور. تربة النبات 211: 121-130

نيومان إي ، واتسون أ (1977) الوفرة الميكروبية في منطقة الجذور: نموذج حاسوبي. تربة النبات 48: 17-56

Norby RJ (1994) قضايا ووجهات نظر لدراسة استجابات الجذر لارتفاع ثاني أكسيد الكربون في الغلاف الجوي. تربة النبات 165: 9-20

Norris DO (1965) إنتاج الحمض بواسطة ريزوبيوم مفهوم موحد. تربة النبات 22: 143–166

Novoa R ، Loomis RS (1981) إنتاج النيتروجين والنباتات. تربة النبات 58: 143–166

Nye PH (1960) المواد العضوية ودورات المغذيات تحت الغابات الاستوائية الرطبة. تربة النبات 13: 333–346

Nye PH ، Greenland DJ (1964) التغييرات في التربة بعد إزالة الغابات الاستوائية. تربة النبات 21: 101 - 112

Nye PH (1966) تأثير كثافة المغذيات وقوة التخزين المؤقت للتربة ، وقوة الامتصاص والحجم وشعر الجذر للجذر ، على امتصاص المغذيات عن طريق الانتشار. تربة النبات 25: 81-105

Nye PH (1981) التغيرات في الأس الهيدروجيني عبر منطقة الجذور التي تحدثها الجذور. تربة النبات 61: 7-26

Oades JM (1984) المواد العضوية للتربة والاستقرار الهيكلي- آليات وآثار للإدارة. تربة النبات 76: 319 - 337

Okon Y ، Kapulnik Y (1986) تطوير ووظيفة أزوسبيريلوم- الجذور الملقحة. تربة النبات 90: 3-16

O’Neill EG (1994) استجابات الكائنات الحية في التربة لارتفاع ثاني أكسيد الكربون في الغلاف الجوي. تربة النبات 165: 55-65

O’Neill EG، Luxmoore RJ، Norby RJ (1987) مرتفع CO في الغلاف الجوي2 التأثيرات على نمو الشتلات ، وامتصاص المغذيات ، والتجمعات البكتيرية في ريزوسفير Liriodendron tulipifera L. تربة النبات 104: 3-11

Parker DR ، Pedler JF (1997) إعادة تقييم نموذج نشاط الأيونات الحرة لتوافر المعادن النزرة للمصانع الأعلى. تربة النبات 196: 223 - 228

الشعوب MB ، Herridge DF ، Ladha JK (1995) التثبيت البيولوجي للنيتروجين - مصدر فعال للنيتروجين للإنتاج الزراعي المستدام. تربة النبات 174: 3-28

Plenchette C، Fortin JA، Furlan V (1983) استجابات نمو العديد من الأنواع النباتية إلى الفطريات الفطرية في تربة ذات خصوبة P معتدلة. 1. التبعية Mycorrhizal في ظل الظروف الميدانية. تربة النبات 70: 199 - 209

Reid CPP، Kidd FA، Ekwebelam SA (1983) التغذية بالنيتروجين ، التمثيل الضوئي وتخصيص الكربون في الصنوبر الخارجي. تربة النبات 71: 415-432

ريتشي جي تي (1981) توافر مياه التربة. تربة النبات 58: 327-338

Roelofs JGM ، Kempers AJ ، Houdijk ALFM ، Jansen J (1985) تأثير كبريتات الأمونيوم المحمولة جواً على صنوبر أسود فار ماريتيما في هولندا. تربة النبات 84: 45-56

روفيرا ميلادي (1956) إفرازات جذر النبات فيما يتعلق بتأثير ريزوسفير. تربة النبات 7: 178–194

روفيرا ميلادي (1959) إفرازات الجذر فيما يتعلق بتأثير ريزوسفير. تربة النبات 11: 53-64

Ruinen J (1961) الغلاف المحيط. تربة النبات 15: 81-109

Ryser P، Lambers H (1995) تمثل سمات الجذر والأوراق أداء الحشائش سريعة النمو وبطيئة النمو عند إمدادها بالمغذيات المختلفة. تربة النبات 170: 251–265

Sibbesen E (1977) إجراء بسيط لراتنج التبادل الأيوني لاستخراج العناصر النباتية المتاحة من التربة. تربة النبات 46: 665 - 669

Silberbush M، Barber SA (1983) حساسية امتصاص الفوسفور المحاكى للمعلمات المستخدمة بواسطة نموذج ميكانيكي رياضي. تربة النبات 74: 93-100

Sissingh HA (1971) تقنية تحليلية لطريقة Pw ، تستخدم لتقييم حالة الفوسفات في التربة الصالحة للزراعة في هولندا. تربة النبات 34: 483-486

Six J ، Conant RT ، Paul EA ، Paustian K (2002) آليات تثبيت المادة العضوية في التربة: الآثار المترتبة على تشبع التربة باستخدام الكربون. تربة النبات 241: 155–176

Stevenson IL (1956) بعض الملاحظات على النشاط الميكروبي في التربة المجففة بالهواء المعاد ترطيبها. تربة النبات 8: 170-182

Subbarao GV، Ishikawa T، Ito O، Nakahara K، Wang HY، Berry WL (2006) اختبار تلألؤ بيولوجي لاكتشاف مثبطات النترجة المنبعثة من جذور النباتات: دراسة حالة باستخدام Brachiaria humidicola. تربة النبات 288: 101 - 112

Tesfaye M، Denton MD، Samac DA، Vance CP (2005) يفرز البرسيم المعدل وراثيًا بروتين endochitinase الفطري في الجذور. تربة النبات 269: 233 - 243

Tiedje JM Sexstone AJ، Parkin TB، Revsbech NP، Shelton DR (1984) العمليات اللاهوائية في التربة. تربة النبات 76: 197-212

Tiedje JM، Simkins S، Groffman PM (1989) وجهات نظر حول قياس نزع النتروجين في الميدان بما في ذلك البروتوكولات الموصى بها للطرق القائمة على الأسيتيلين. تربة النبات 115: 261-284

Treeby M، Marschner H، Römheld V (1989) تعبئة الحديد وكاتيونات المغذيات الدقيقة الأخرى من تربة كلسية بواسطة مخلبات المعادن التي تنقلها النباتات والميكروبات والاصطناعية. تربة النبات 114: 217-226

Trough MCT، Drew MC (1980) تطور أضرار التشبع بالمياه في شتلات القمح (Triticum aestivum L.). تربة النبات 54: 77-94

Turner NC (1981) التقنيات والأساليب التجريبية لقياس حالة مياه النبات. تربة النبات 58: 339-366

Tyler G (1974) التلوث بالمعادن الثقيلة والنشاط الأنزيمي للتربة. تربة النبات 41: 303-311

Uhde-Stone C، Gilbert G، Johnson JM-F، Litjens R، Zinn KE، Temple SJ، Vance CP، Allan DL (2003) يتضمن تأقلم الترمس الأبيض مع نقص الفوسفور تعبيرًا محسنًا عن الجينات المرتبطة باستقلاب الأحماض العضوية. تربة النبات 248: 99-116

Van Breemen N، Mulder J، Driscoll CT (1983) تحمض وقلونة التربة. تربة النبات 75: 283-308

فانكورا V (1964) الإفرازات الجذرية للنباتات. I. تحليل إفرازات جذور الشعير والقمح في مراحل نموها الأولية. تربة النبات 21: 231 - 248

Veen JA، Ladd JN، Frissel MJ (1984) نمذجة دوران C و N من خلال الكتلة الحيوية الميكروبية في التربة. تربة النبات 76: 257-274

Vogt KA، Vogt DJ، Palmiotto PA، Boon P، O’Hara J، Asbjornsen H (1996) استعراض ديناميات الجذور في النظم الإيكولوجية للغابات مجمعة حسب المناخ ونوع الغابات المناخية والأنواع. تربة النبات 187: 159-219

Von Uexküll HR، Mutert E (1995) المدى العالمي والتأثير التنموي والاقتصادي للتربة الحمضية. التربة النباتية 171: 1-15

Vessey JK، Pawlowski K، Bergman B (2005) Root-based N2- تكافل التثبيت: البقوليات والنباتات الشعاعية ، باراسبونيا ص. و cycads. تربة النبات 266: 205-230

Weaver RW، Frederick LR (1972) تقنية جديدة لتعداد أعداد الجذور الأكثر احتمالاً. تربة النبات 36: 219 - 222

Westoby M (1998) مخطط إستراتيجية إيكولوجيا النبات بارتفاع الأوراق (LHS). التربة النباتية 199: 213-227

Wiersum LK (1957) علاقة الحجم والصلابة الهيكلية للمسام باختراق الجذور. تربة النبات 9: 75-85

Wijler J، Delwiche CC (1954) تحقيقات حول عملية نزع النتروجين في التربة. تربة النبات 5: 155-169

Wright SF، Upadhyaya A (1998) مسح للتربة من أجل الاستقرار الكلي و glomalin ، وهو بروتين سكري تنتجه خيوط الفطريات الفطرية الجذرية. تربة النبات 198: 97-107

Zhu YG، Shaw G، Nisbet AF، Wilkins BT (2000) تأثير تجويع البوتاسيوم على امتصاص الراديوكيزيوم بواسطة القمح الربيعي (Triticum aestivum السيرة الذاتية. منشط). تربة النبات 220: 27–34

Zhu YG، Smith SE، Barritt AR، Smith FA (2001) كفاءات الفوسفور (P) والاستجابة الفطرية لأصناف القمح القديمة والحديثة. تربة النبات 237: 249-255


9.2: التفاعلات بين التربة والنبات - علم الأحياء

مجلة دولية حول العلاقات بين النبات والتربة

النبات والتربة ينشر أوراقًا أصلية ومقالات مراجعة تستكشف واجهة بيولوجيا النبات وعلوم التربة ، والتي تعزز فهمنا الآلي للتفاعلات بين النبات والتربة. وهذا يشمل الجوانب الأساسية والتطبيقية للتغذية المعدنية ، والعلاقات بين النباتات والمياه ، والتفاعلات التكافلية والممرضة بين النبات والميكروبات ، وتشريح الجذور والتشكل ، وبيولوجيا التربة ، والبيئة ، والكيمياء الزراعية ، والفيزياء الزراعية. المقالات التي تناقش مكونًا جزيئيًا أو رياضيًا رئيسيًا تقع أيضًا في نطاق المجلة. تظهر جميع المساهمات باللغة الإنجليزية.

رئيس التحرير هو هانز لامبرز ، جامعة غرب أستراليا ، كراولي ، أستراليا.

لماذا تنشر معنا

  • نستكشف واجهة بيولوجيا النبات وعلوم التربة .
  • نحن نقدم مستويات عالية من رضا المؤلف ، مع 96% لدينا المؤلفون المنشورون الإبلاغ عن أنهم بالتأكيد أو على الأرجح أنشر معنا مرة أخرى .
  • عبر اتفاقيات Springer المدمجة ، يمكن للمؤلفين من المؤسسات المشاركة نشر Open Choice دون أي تكلفة على المؤلفين .

اللدائن الدقيقة في نظام نباتات التربة: تأثيرات النانو / اللدائن الدقيقة على التمثيل الضوئي للنبات ، وميكروبات الجذور وخصائص التربة في التربة ذات المخلفات المختلفة

للتحقيق في آثار اللدائن الدقيقة من البوليسترين (حبات PS) على خواص التربة ، والتمثيل الضوئي للملفوف الصيني المزهر ، ومجتمع الميكروبات في ريزوسفير وارتباطها المحتمل في التربة بمخلفات مختلفة.

أساليب

تأثيرات خرز PS (PS-MPs ، M1 ، 5 ميكرومتر PS-NPs ، M2 ، 70 نانومتر) على التمثيل الضوئي للنبات ومعلمات النمو ، المادة العضوية المذابة في التربة (DOM) والمجموعات الوظيفية المميزة ، المجتمع الميكروبي والتمثيل الغذائي تمت دراسة التنبؤ من خلال تجربة وعاء في التربة بدون بقايا (N) ، مع الفحم الحيوي (B) ، وشظايا فيلم التغطية القابلة للتحلل (DMF) (D) ، أو الفحم الحيوي و DMF (BD).

النتائج الرئيسية

كان الكلوروفيل أ أكثر عرضة للمواد الخارجية من الكلوروفيل ب. في التربة ذات المخلفات المختلفة ، يمكن أن تغير حبات PS ذات الأحجام المختلفة مكونات وهياكل ومجموعات وظيفية مختلفة في الحلقات العطرية لـ DOM ، وقد تؤدي إلى زيادة تغيير المجتمع الميكروبي والتمثيل الغذائي. انخفض M2 TDN و NO3 - وزيادة وزن النبات في المجموعة D. M2 أدى إلى زيادة وزن النبات في المجموعة N. M2 مما أدى إلى انخفاض معدل التمثيل الضوئي الصافي في المجموعة B. وقد أثرت الأحجام المختلفة لحبيبات PS على العوامل المختلفة لنمو النبات ومن المحتمل أن تتغير نمو النبات ومعلمات التمثيل الضوئي من خلال تغيير التمثيل الغذائي الميكروبي والارتباط بين الميكروبات. كانت الآليات المحتملة لخرز PS لتغيير نمو النبات مختلفة في التربة ذات المخلفات المختلفة.

الاستنتاجات

أظهرت نتائجنا أن حبات PS قد غيرت نمو النبات والتمثيل الضوئي عن طريق تغيير التمثيل الغذائي الميكروبي والارتباط بين الميكروبات.


تحقيقات التربة وعلوم النبات في الفصول الدراسية

وصفنا تجربتين في الفصل تم تطويرهما بواسطة معلمي رياض الأطفال وحتى الصف الثاني عشر وباحثين جامعيين وتم إجراؤهما في الفصول الدراسية. تم جمع البيانات الموضحة هنا من قبل الطلاب. قبل إجراء التجارب ، قم بتزويد الطلاب بمقدمة للفحم الحيوي وتطبيقه في التربة والزراعة. اطلب من الطلاب ملاحظة الفحم الحيوي وأنواع التربة المختلفة تحت المجهر ومناقشة الاختلافات في الخصائص مثل المسامية (الشكل 1) ودرجة الحموضة (الملحق 1). ناقش كيف أن الخصائص المختلفة للفحم الحيوي والتربة التي لاحظوها قد تؤثر على نمو النبات وتنفس التربة.

التجربة 1: نمو النبات

يضاف Biochar عادةً إلى التربة الزراعية ، ويهتم العلماء بكيفية تأثير biochar على إنتاجية المحاصيل. هنا ، يجري الطلاب تجربة مماثلة يطرحون فيها السؤال "كيف يؤثر الفحم الحيوي على نمو النبات في أنواع التربة المختلفة؟" حث الطلاب على التنبؤ بما إذا كان الفحم الحيوي سيزيد أو ينقص أو لن يكون له أي تأثير على نمو النبات وشرح أفكارهم حول السبب (الملحق 2). اطلب منهم سرد المتغيرات التابعة التي سيقيسونها للإجابة على هذا السؤال (الملحق 2). قد تشمل المتغيرات ارتفاع النبات ، والكتلة الحيوية للنبات ، وقطر الساق ، وعدد الأوراق ، من بين أمور أخرى. يقوم العلماء عادةً بتقييم إنتاجية المحاصيل عن طريق قياس ارتفاع النبات والكتلة الحيوية الموجودة فوق سطح الأرض (الصورة) والكتلة الحيوية تحت الأرض (الجذر) ، ومقارنة كمية نباتات الكتلة الحيوية المخصصة للجذور فيما يتعلق بإجمالي الكتلة الحيوية للنبات (نسبة كتلة الجذر). يمكن للطلاب قياس ارتفاع النبات والكتلة الحيوية فوق الأرض وتحتها ، والمتغيرات الأخرى التي تظهر من مناقشات الفصل الدراسي.

اللوازم

الأواني ذات الثقوب في الأسفل (يوصى بـ 3 في 2 [7.6 سم 2])

تربة تأصيص تجارية (تملأ حتى 80٪ من حجم الأصيص)

التربة السطحية (تم جمعها محليًا وتملأ 80٪ من حجم الوعاء)

الرمل (املأ 80٪ من حجم القدر)

الكاميرا لتوثيق النمو

التصميم التجريبي وبروتوكولات أمبير

التجربة عبارة عن دراسة تلاعب مقارنة مع ثلاثة أنواع من التربة (تربة التربة ، والتربة السطحية ، والرمل) واثنين من تعديلات الفحم الحيوي (لا يوجد فحم حيوي [تحكم] و 10٪ فحم حيوي). قبل التجربة ، تنبت بذور الفاصوليا بوضعها بين منشفتين ورقيتين مبللتين لمدة 24 ساعة. تحضير نصف التربة لتعديل biochar عن طريق الخلط في 10٪ biochar بالحجم ، هذا هو التركيز الذي يستخدم عادة في التجارب المعملية والمجالات الزراعية (Biederman & amp Harpole ، 2013). اترك النصف الآخر من التربة دون تعديل كعنصر تحكم. قم بتسمية الأواني ذات التربة باستخدام المعالجات التجريبية الستة المناسبة (وضع التربة في بوتينغ التربة biochar التحكم في التربة السطحية للتربة biochar للتحكم في الرمل biochar). ضع البذور النابتة على سطح التربة وقم بتغطيتها بـ 3-5 مم من التربة. ضع النباتات المحفوظة بوعاء تحت مصابيح الفلورسنت للنمو (لمبات 13-50 واط) واحتفظ بها في درجة حرارة الغرفة. يجب تكرار كل معالجة تجريبية ثلاث مرات على الأقل لإتاحة الفرصة لاستقصاء التباين عن طريق حساب الوسائل والانحرافات المعيارية. إذا لزم الأمر ، استخدم منظفات الأنابيب أو الأسلاك الأخرى للمساعدة في إبقاء النباتات منتصبة أثناء التجربة. يضاف المزيد من الماء مباشرة بعد الزراعة وحسب الحاجة.

اعتبارات المعلم

لقد قمنا بزراعة حبوب مونج سريعة النمو وسهلة الصيانة في التربة السطحية الطبيعية ، وتربة القدر التجارية ، والرمل ، ولكن يمكن استخدام أنواع نباتية وأنواع أخرى من التربة. اطلب من الطلاب العمل في مجموعات للحفاظ على نسخة مكررة واحدة من نوع التربة ومجموعة معالجة الفحم الحيوي (على سبيل المثال ، التحكم في التربة في التربة ووضع الفحم النباتي للتربة في بوتقة).

الأنشطة الطلابية

نمو النبات. جهز كل وعاء وقم بتسميته بالعلاج التجريبي المناسب لمجموعتك كما هو موضح أعلاه. سجل تاريخ الزراعة وتاريخ اختراق النباتات لسطح التربة. بعد كل سقي ، سجل الملاحظات المرئية حول النبات. في اليوم السابع ، حدد أطول نبات وقم بقياس الارتفاع (سم) باستخدام المسطرة. ضع عود أسنان بالقرب من النبات الذي اخترته لتحديد النبات الذي ستقيسه كل أسبوع وسجل ارتفاع هذا النبات بعد كل سقي (الملحق 3). التقط صورة لنباتاتك كل أسبوع. النباتات حساسة ويجب التعامل معها بعناية في كل مرة تقيسها لمنعها من الانكسار.

حصاد الكتلة الحيوية النباتية. بعد ثلاثة أسابيع على الأقل ، خذ قياس الارتفاع النهائي ثم قم بحصاد الكتلة الحيوية النباتية (الشكل 4). قم بإزالة النباتات والتربة من الأصيص برفق. باستخدام ملقط وفرشاة صغيرة ، قم بإزالة التربة بعناية من الجذور. يمكنك شطف الجذور بالماء لإزالة التربة المتبقية. افصل الجذور (الكتلة الحيوية الموجودة تحت الأرض) عن السيقان والأوراق (الكتلة الحيوية الموجودة فوق الأرض). ضع المواد النباتية في رقائق معدنية مُصنَّفة بالمعالجة التجريبية والكتلة الحيوية فوق الأرض أو تحت الأرض. قم بطي ورق الألومنيوم لتقليل الفاقد أثناء النقل. جفف المادة النباتية في فرن عند 60 درجة مئوية لمدة 24 ساعة على الأقل. يمكنك ترك المادة النباتية في الفرن خلال عطلة نهاية الأسبوع لمدة تصل إلى 72 ساعة. وزن الكتلة الحيوية المجففة وتسجيلها (الملحق 3).

مثال على حصاد الكتلة الحيوية فوق الأرض وتحت الأرض من الرمل (التحكم) ومعالجات الرمل + الفحم الحيوي لتجربة نمو النبات في الفصل الدراسي. يتم فصل الكتلة الحيوية (البراعم) والكتلة الحيوية الموجودة تحت الأرض (الجذور) وتجفيفها ووزنها. (مصدر الصورة: M. Hunter-Laszlo)

مثال على حصاد الكتلة الحيوية فوق الأرض وتحت الأرض من الرمل (التحكم) ومعالجات الرمل + الفحم الحيوي لتجربة نمو النبات في الفصل الدراسي. يتم فصل الكتلة الحيوية (البراعم) والكتلة الحيوية الموجودة تحت الأرض (الجذور) وتجفيفها ووزنها. (مصدر الصورة: M. Hunter-Laszlo)

درجة حموضة التربة. يمكن للطلاب أيضًا التحقيق في تأثير biochar على درجة الحموضة في التربة كمؤشر على البيئة الكيميائية والبيولوجية للتربة (الملحق 1). يعتبر الرقم الهيدروجيني للتربة "المتغير الرئيسي" في تحديد كائنات التربة الموجودة في التربة وكيفية عملها (Fierer & amp Jackson، 2006 Wu et al.، 2011). تم تفصيل بروتوكولات قياس درجة الحموضة في التربة في الملحق 1.

تحليل البيانات. يمكن للطلاب رسم بياني لنمو النبات بمرور الوقت باستخدام بيانات ارتفاع النبات من كل معاملة خلال الفترة التجريبية (الشكل 5). يمكن رسم بيانات الكتلة الحيوية النباتية في رسم بياني شريطي كما هو موضح في الشكل 6. يمكن للطلاب بعد ذلك رؤية الاختلافات بوضوح بين إنتاج الكتلة الحيوية فوق سطح الأرض وتحت الأرض. لاحظ أن الاستجابات الموجودة تحت الأرض لا تحاكي بالضرورة الاستجابات الموجودة فوق الأرض لنفس المعاملة. عادة ما يمثل علماء النبات والتربة هذه البيانات كنسب. يمكن للطلاب حساب نسب كتلة الجذر ورسمها البياني من بيانات الكتلة الحيوية الخاصة بهم عن طريق قسمة الكتلة الحيوية للجذر على الكتلة الحيوية الكلية للنبات (الملحق 3 والشكل 7). يمكن للطلاب أيضًا حساب المتوسطات والانحرافات المعيارية وإضافتها إلى الرسوم البيانية (الأشكال 5 و 6 و 7).

جمع الطلاب بيانات ارتفاع النبات أثناء تجربة نمو النبات. النقاط تمثل الوسائل. تمثل أشرطة الخطأ انحرافًا معياريًا واحدًا عن المتوسط. الأرقام في وسيلة الإيضاح هي عدد التكرارات في كل معاملة.

جمع الطلاب بيانات ارتفاع النبات أثناء تجربة نمو النبات. النقاط تمثل الوسائل. تمثل أشرطة الخطأ انحرافًا معياريًا واحدًا عن المتوسط. الأرقام في وسيلة الإيضاح هي عدد التكرارات في كل معاملة.

Aboveground (أ) and belowground (ب) biomass data collected by students during plant growth experiment. Bars represent means. Error bars represent one standard deviation from the mean. Sample sizes shown above bars are number of plant replicates in each treatment.

Aboveground (أ) and belowground (ب) biomass data collected by students during plant growth experiment. Bars represent means. Error bars represent one standard deviation from the mean. Sample sizes shown above bars are number of plant replicates in each treatment.

Ratios of root mass to total plant biomass from data collected by students during plant growth experiment. Bars represent means. Error bars represent one standard deviation from the mean. Sample sizes shown above bars are number of plant replicates in each treatment.

Ratios of root mass to total plant biomass from data collected by students during plant growth experiment. Bars represent means. Error bars represent one standard deviation from the mean. Sample sizes shown above bars are number of plant replicates in each treatment.

Experiment 2: Soil Respiration

Students conduct an experiment in which they add biochar to soil and compost and measure the response of soil respiration. Students ask, “How does adding biochar to soil and compost affect soil respiration?” Based on their observations of biochar, prompt your students to predict whether biochar will increase, decrease, or not affect soil respiration and to explain their ideas about why before they begin the experiment. Soil microbes metabolize organic and inorganic compounds via extracellular enzymes, respire carbon dioxide (CO2), and excrete nitrogen as byproducts of growth and reproduction (Schimel & Bennett, 2004 Paul, 2014). Scientists measure the flux of CO2, or “soil respiration,” to assess microbial activity and rates of CO2 entering the atmosphere. Scientists are also interested in the nitrogen released by microbial activity because nitrogen is necessary for plant growth.

Supplies

Buckets for soil collection

50 mL graduated cylinders

كو2 probe, sensor, or gas detecion tube

Sample container (200 mL minimum)

Experimental Design & Protocols

We collected garden soil and compost, but other soil types may be used. Compost supports high microbial activity and respiration and serves as a useful comparison with natural soils. Use half of each soil type as the unamended control and prepare the other half with biochar amendment by adding 10% biochar by volume. Label the soil and compost with the four experimental treatments (compost control compost biochar garden soil control garden soil biochar) and leave them open to air for a day before taking measurements to allow soils and microbial communities to re-equilibrate after the disturbance of setup. Prepare the soil or compost sample by filling the sample container to the 150 mL mark with your assigned soil. Label the bottle with your group name, soil type (compost or garden soil), and experimental treatment (control or biochar). Using a graduated cylinder, moisten the soil with 20 mL of water. Set up the experiment away from windows to maintain stable temperature conditions (ideally around 25–30°C). Replicate each treatment at least three times to calculate means and standard deviations. Prepare the CO2 measurement instrument for data collection. For probes or sensors, allow the instrument to warm up until the readings begin to stabilize. Calibrate the sensor before setting up the experiment. Set up the data collection device to take a measurement every 1 minute for 24 hours (1440 measurements). Place the CO2 sensor in the sample container (Figure 8). For gas detection tubes, measure CO2 concentration at least three times: at the start, at 30 minutes, and at 24 hours. You can adjust intervals to fit your classroom and scheduling needs.


The effect of the host on the plant microbiome

The interactions between a plant and its microbiome are highly complex and dynamic. The plant immune system (Box 1) in particular is thought to have a key role in determining plant microbiome structure. Mutants of A. thaliana deficient in systemic acquired resistance (SAR) have shown differences in rhizosphere bacterial community composition compared with wild type [81], whereas chemical activation of SAR did not result in significant shifts in the rhizosphere bacterial community [82]. In the phyllosphere of A. thaliana, induction of salicylic-acid-mediated defense reduced the diversity of endophytes, whereas plants deficient in jasmonate-mediated defense showed higher epiphytic diversity [83]. These reports suggest that the effects of plant defense processes on the microbiome are variable and that SAR is responsible for controlling the populations of some bacteria.

Production of plant hormones such as indole-3-acetic acid (IAA) is widespread among plant-associated bacteria, particularly the rhizobia [84], and some عصية النيابة. can produce gibberellins [85]. سيودوموناس سيرينجاي produces hormone analogs that interfere with jasmonate and ethylene signaling, resulting in stomatal opening and pathogen entry [86]. Degradation of hormones or hormone precursors by bacteria is also documented. For example, microbial deamination of ACC prevents plant ethylene signaling, resulting in plants more tolerant to environmental stress [87].

Although some chemical signals released by plants facilitate specific interactions, many are recognized by other organisms. For example, flavonoids trigger diverse responses in rhizobia, mycorrhiza, root pathogens and other plants [88]. Strigolactones induce hyphal branching in mycorrhizal fungi and promote seed germination of parasitic plants [89]. Some plant genes and pathways have roles in establishment of multiple interactions with different microbes examples include the developmental pathways that are shared between mycorrhizal and rhizobial symbioses [90], the mycorrhizal symbiosis and infection by oomycetes [91] and the rhizobial symbiosis and infection by nematodes [92]. It is not yet known whether and how these pathways interact with other members of the microbiome.

Plants produce a wide variety of antimicrobial compounds both constitutively and in response to pathogens [93]. Phenolics, terpenoids and alkaloids are widespread in the plant kingdom, whereas others are restricted to particular groups [94] glucosinolates, for example, are produced only by members of the order Brassicales. أرابيدوبسيس produces glucosinolates naturally, but transgenic أرابيدوبسيس producing an exogenous glucosinolate altered the bacterial and fungal communities in the rhizosphere and root tissue [95]. Oat (Avena strigosa) produces triterpenoid saponins known as avenacins, which have broad-spectrum antifungal activity [96]. Oat mutants lacking avenacins have different culturable communities of root-colonizing fungi [97] and are more susceptible to fungal pathogens than isogenic wild-type oat [98, 99]. Surprisingly, however, a recent global analysis of the rhizosphere microbiome of these two genotypes found little difference between the fungal communities. The eukaryotic Amoebozoa and Alveolata were strongly affected by the lack of avenacins in the mutant, whereas bacterial communities were unaffected [29]. This highlights that a small change in plant genotype can have complex and unforeseen effects on the plant microbiome. Other studies have not found any significant differences in rhizosphere microbiomes between wild-type maize and maize genetically engineered to produce Bacillus thuringiensis (Bt) toxin [100, 101], although this may be due to Bt toxin being insecticidal rather than antibacterial. Also, in the wheat rhizosphere, introduction of the pm3b gene conferring resistance to mildew had minimal effect on pseudomonads and mycorrhizal fungi populations [102]. Disease resistance, including production of antimicrobial compounds, is a trait likely to be introduced as a result of molecular breeding or genetic modification in attempts to control diseases. These may or may not affect resident members of the microbiome, potentially with unforeseen effects on the plant, and should be assessed on an individual basis. This is particularly important given that the products of disease resistance genes are often unknown.


Adaptations to dry habitats [back to top]

Plants in different habitats are adapted to cope with different problems of water availability.

Mesophytes plants adapted to a habitat with adequate water

Xerophytes plants adapted to a dry habitat

نباتات ملحية plants adapted to a salty habitat

النباتات المائية plants adapted to a freshwater habitat

Some adaptations of xerophytes are:

stops uncontrolled evaporation through leaf cells

less area for evaporation

conifer needles, cactus spines

stomata on lower surface of leaf only

more humid air on lower surface, so less evaporation

shedding leaves in dry/cold season

reduce water loss at certain times of year

maintains humid air around stomata

maintains humid air around stomata

maintains humid air around stomata


خلفية

The ecological outcomes of interactions between two species, such as mutualism and parasitism, often vary spatially among the different abiotic and biotic contexts in which those interactions occur the result of this spatial variation in ecological dynamics is that the pattern of natural selection that species exert on each others' traits will vary among populations, that is, there will be a geographic 'selection mosaic' [1, 2]. In addition, selection by species on each other may be strongly reciprocal in some populations, generating coevolutionary hotspots, and not in others, producing coevolutionary coldspots [3, 4]. Finally, the processes of migration and gene flow among populations and genetic drift within populations may vary over space and time, influencing the distributions of species traits in each population [5–7]. Together, these processes result in a geographic mosaic of coevolution, which acts to generate and maintain much of the genetic and ecological diversity within and among populations of species [1, 2].

Selection mosaics in species interactions result from geographic differences in how the fitness of one species depends on the distribution of genotypes in another species. Such geographic variation in selection can be driven by variation in both abiotic environmental factors, such as the nutrient content or physical composition of soils, and biotic factors, such as the species composition of the surrounding ecological community. Thus, a selection mosaic can be defined as a genotype-by-genotype-by-environment interaction (G × G × E) on fitness, in which variation in the 'environment' (E) can be abiotic or biotic [2, 8, 9]. Selection mosaics have now been suggested or characterized in a variety of different species interactions, including pines and birds [10], ants and wild cotton [11], camellias and weevils [12], and wild parsnips and parsnip webworms [13]. Most studies, however, have not been able to control for genotypes of the interacting species across environments to assess the strength of the G × G × E interaction.

Interactions between plants and mycorrhizal fungi have high potential to exhibit selection mosaics. Mycorrhizal fungi form a relationship with plants by colonizing the plant root system and extending their hyphae into the surrounding soil. Classically, this interaction has been considered a mutualism whereby fungal colonization greatly increases plant access to mineral nutrients in the soil, and the fungus receives organic nutrients synthesized by the plant [14, 15]. In recent years, however, it has become evident that the ecological outcomes of plant-mycorrhizal fungus interactions are highly variable, ranging from mutualism to parasitism depending on a variety of biotic and abiotic environmental factors, especially ambient soil nutrient availability [16, 17]. If environmental factors interact with plant and/or fungal genetics to change the outcome of plant-mycorrhizal interactions among populations, then selection mosaics could emerge as a consequence, driving the evolution of diversification in these interactions. Although the effects of individual biotic and abiotic factors on plant-mycorrhizal interactions have been fairly well characterized [15], it is currently not known whether these interactions, which are so pervasive in terrestrial ecosystems, exhibit evidence of selection mosaics. That question, however, is becoming important for our understanding of rapid evolution in terrestrial ecosystems as environmental conditions in many ecosystems are changing quickly and plants and their mycorrhizal fungi are being transported between continents [18].

In the work reported here, our goal was to explore the potential for selection mosaics in the interactions between bishop pine seedlings (Pinus muricata D. Don) and an ectomycorrhizal fungus (Rhizopogon occidentalis Zeller and Dodge) by experimentally varying lineages of the plant and fungus, as well as one biotic environmental factor (non-mycorrhizal soil microbes) and one abiotic environmental factor (soil composition), and measuring the variability in the performance of the plant and fungus. Non-mycorrhizal soil microbial communities may have a substantial impact on the colonization of roots by mycorrhizal fungi, and may alter the effects that mycorrhizal fungi have on plant growth [19]. For example, recent work has suggested that 'mycorrhizal helper bacteria' are present in soil, and that they are important for the success of the plant-fungus interaction [15, 20, 21]. Alternatively, rhizosphere bacteria may act to decrease the benefits conveyed by mycorrhizal fungi on plant growth [22]. Physical soil structure and composition may also have substantial impacts on the plant-mycorrhizal interaction. For example, Chen et al. [23] found much faster growth and higher ectomycorrhizal colonization of Eucalyptus urophylla seedlings grown in a laboratory potting soil mix compared with various field soils.


Global analysis of protein-RNA interactions in SARS-CoV-2 infected cells reveals key regulators of infection

Severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 (SARS-CoV-2) causes COVID-19. SARS-CoV-2 relies on cellular RNA-binding proteins (RBPs) to replicate and spread, although which RBPs control SARS-CoV-2 infection remains largely unknown. Here, we employ a multi-omic approach to identify systematically and comprehensively which cellular and viral RBPs are involved in SARS-CoV-2 infection. We reveal that the cellular RNA-bound proteome is remodelled upon SARS-CoV-2 infection, having widespread effects on RNA metabolic pathways, non-canonical RBPs and antiviral factors. Moreover, we apply a new method to identify the proteins that directly interact with viral RNA, uncovering dozens of cellular RBPs and six viral proteins. Amongst them, several components of the tRNA ligase complex, which we show regulate SARS-CoV-2 infection. Furthermore, we discover that available drugs targeting host RBPs that interact with SARS-CoV-2 RNA inhibit infection. Collectively, our results uncover a new universe of host-virus interactions with potential for new antiviral therapies against COVID-19.


شاهد الفيديو: Cell Biology Lec 3 Eukaryote (كانون الثاني 2022).