معلومة

دور الشعيرات الوسيطة في إشارات الخلية


يشير مقطع في كتابي المدرسي باختصار إلى أن دور الخيوط الوسيطة في الهيكل الخلوي هو تمكين إشارات الخلية إلى الخلية عن طريق التمديد بين التقاطعات الخاصة والسماح للخلايا بالالتصاق بالغشاء القاعدي

ماذا يعني هذا؟


هناك ديسموسومات وتقاطعات فجوة (ملامسة الخلية للخلية) ، وهيميديسموسومات (تلامس غشاء الخلية القاعدية) التي تمكن بنية خلية موحدة مستقرة. لست على دراية بهذا الموضوع ، لكنني وجدت بعض الأوراق التي قد تساعدك :)

خيوط وسيطة في بنية الخلية

Desmosomes و hemidesmosomes

مراجعة على تقاطعات الفجوة

حاجز الدم في الخصية وهياكل الاتصال الخلوية المختلفة


دور الخيوط الوسيطة في الخلايا - إشارات الخلايا - علم الأحياء

تتكون الخيوط الوسيطة من عدة خيوط من البروتينات الليفية يتم لفها معًا (الشكل 1). تحصل عناصر الهيكل الخلوي على اسمها من حقيقة أن قطرها ، من 8 إلى 10 نانومتر ، يقع بين تلك الموجودة في الألياف الدقيقة والأنابيب الدقيقة.

الشكل 1. تتكون الخيوط الوسيطة من عدة خيوط متشابكة من البروتينات الليفية.

الخيوط الوسيطة ليس لها دور في حركة الخلية. وظيفتها هيكلية بحتة. إنها تتحمل التوتر ، وبالتالي تحافظ على شكل الخلية ، وتثبت النواة والعضيات الأخرى في مكانها. يوضح الشكل 2 كيف تنشئ الخيوط الوسيطة سقالات داعمة داخل الخلية.

الخيوط الوسيطة هي المجموعة الأكثر تنوعًا من عناصر الهيكل الخلوي. توجد عدة أنواع من البروتينات الليفية في الخيوط الوسيطة. ربما تكون أكثر دراية بالكيراتين ، وهو البروتين الليفي الذي يقوي شعرك وأظافرك وبشرة الجلد.

الشكل 2. الألياف الدقيقة تثخن القشرة حول الحافة الداخلية للخلية مثل الأربطة المطاطية ، وهي تقاوم التوتر. توجد الأنابيب الدقيقة في الجزء الداخلي من الخلية حيث تحافظ على شكل الخلية من خلال مقاومة قوى الانضغاط. توجد خيوط وسيطة في جميع أنحاء الخلية وتثبت العضيات في مكانها.


المتوسطة الشعيرات

الخيوط الوسيطة هي مكونات مهمة لنظام الهيكل الخلوي للخلية. قد تعمل على استقرار العضيات ، مثل النواة ، أو قد تشارك في تقاطعات متخصصة. تتميز عن "الخيوط الرفيعة" بحجمها (8-10 نانومتر) وحقيقة أن الخيوط الرفيعة من الواضح أنها متحركة. ومع ذلك ، تشير الأدلة الحديثة إلى أن الخيوط الوسيطة قد يكون لها أيضًا خصائص ديناميكية. انظر الشريط الجانبي لبعض الصور.

الخيوط الوسيطة هي واحدة من ثلاثة أنواع من عناصر الهيكل الخلوي. والاثنان الآخران هما خيوط رفيعة (أكتين) وأنابيب دقيقة. غالبًا ما تعمل المكونات الثلاثة معًا لتعزيز كل من السلامة الهيكلية وشكل الخلية وحركة الخلية والعضية. الخيوط الوسيطة مستقرة ودائمة. يتراوح قطرها من 8-10 نانومتر (حجم متوسط ​​مقارنة بالخيوط الرقيقة والأنابيب الدقيقة). تكون بارزة في الخلايا التي تتحمل الإجهاد الميكانيكي وهي الجزء الأكثر استعصاءً من الخلية. يمكن فصل الخيوط الوسيطة بواسطة اليوريا.

هناك خمسة أنواع مختلفة من الخيوط الوسيطة:

  1. النوعان الأول والثاني: الكيراتين الحمضي والكيراتين الأساسي على التوالي. تنتجها أنواع مختلفة من الخلايا الظهارية (المثانة ، الجلد ، إلخ).
  2. النوع الثالث. يتم توزيع الخيوط الوسيطة في عدد من أنواع الخلايا ، بما في ذلك: فيمنتين في الخلايا الليفية والخلايا البطانية والكريات البيض desmin في العضلات العامل الحمضي الليفي الدبقي في الخلايا النجمية وأنواع أخرى من الخلايا الدبقية ، و محيط في ألياف الأعصاب الطرفية.
  3. النوع الرابع من الشعيرات العصبية H (ثقيل) و M (متوسط) و L (منخفض). المعدلات تشير إلى الوزن الجزيئي لبروتينات NF. النوع الرابع الآخر هو "internexin" وتوجد بعض أنواع IV غير القياسية في ألياف عدسة العين (filensin و phakinin).
  4. النوع الخامس هو اللامينات التي لها تسلسل إشارة نووية بحيث يمكنها تشكيل دعامة خيطية داخل الغشاء النووي الداخلي. تعتبر اللامينات حيوية لإعادة تكوين الغلاف النووي بعد انقسام الخلية.

البلمرة الوسيطة الشعيرة.

يتكون كل مونومر خيطي متوسط ​​من مجال قضيب حلزوني ألفا ، والذي يربط بين طرفي الأميني (الرأس) والكربوكسيل (الذيل). يوضح الشكل أدناه (16-12 من Alberts et al Biology of the cell، Garland Publishing، NY 1996) بعض الأمثلة على المونومرات.

تشكيل الخيوط البدائية

تلتف القضبان حول خيط آخر مثل حبل لتشكيل ثنائي. يتم محاذاة طرفي N و C لكل خيوط. بعض الخيوط الوسيطة تشكل متجانسات أشكال أخرى مغايرة الشكل.

ثم تشكل هذه الثنائيات الرباعية المتداخلة التي تصطف على شكل ذيل. لاحظ أن مشروع المحطات الكربوكسية والأمينية من هذا الخيط البدائي. يعتبر هذا الرباعي الوحدة الفرعية الأساسية للخيوط الوسيطة.

خيوط 10 نانومتر الأخيرة عبارة عن مجموعة حلزونية من هذه الرباعيات.

تنظيم تجميع أو تفكيك الشعيرات الوسيطة.

معظم الخيوط الوسيطة مبلمرة بالكامل. ومع ذلك ، هناك دليل على أنه حتى هذه الهياكل المستقرة لها خصائص ديناميكية. هناك بعض الرباعي الحر في السيتوبلازم كما لو كانت هذه هي الوحدة الفرعية الأساسية لتجميع خيوط جديدة. أيضًا ، إذا قام أحد الفوسفوريلات بقايا السيرين في المحطات الأمينية ، يمكن أن يتسبب المرء في التفكيك.

أضف tetramer المسمى إلى خلية تنتج هذا النوع من الشعيرات الوسيطة. يمكن مشاهدة رباعي الإطارات يتم دمجه في نظام الهيكل الخلوي ويتم رؤية الملصق في مجموعة خطية أو متعرجة. إذا قمت بإضافته إلى خلية لا تنتج عادة رباعي الأسطوانات ، فلن تضيف ولن "يضيء" نظام الهيكل الخلوي.

يمكن اختبار ذلك عن طريق الاسترداد الفلوري بعد التبييض الضوئي (FRAP)

تستخدم هذه التقنية ضوء الليزر فوق البنفسجي لتبييض منطقة من الملصق في الخلية. بعد ذلك ، يمكن تحديد وقت استرداد الملصق إما بعد إدخال مادة جديدة ذات ملصق ، أو عن طريق حركة بسيطة للملصق في الهيكل. في حالة الخيوط الوسيطة ، يسمح FRAP للفرد باكتشاف دمج رباعي رباعي المسمى في بقعة مبيضة في الهيكل الخلوي. يمكن للمرء أن يقارن أوقات دمج أنواع مختلفة من tetramers في أنواع مختلفة من الخيوط الوسيطة. يمكن للمرء أيضًا أن يلاحظ حركية هذه الهياكل. الورقة التي سيتم قراءتها في هذه المحاضرة تعرض أمثلة على كلا النوعين من الاختبارات. في الخلية أدناه ، تتشكل بقعة داكنة بعد التبييض الضوئي بالليزر. تصبح البقعة أصغر بعد 30 دقيقة وتختفي تقريبًا بعد ساعتين.

أنا البروتينات المرتبطة الشعيرة المتوسطة

قد تربط البروتينات المرتبطة بالخيوط الوسيطة خيوطًا متصالبة (لتحسين الاستقرار) ، أو قد تربط الخيوط بهياكل أخرى. يتم عرض بعض الأمثلة أدناه.

  • Plectin: روابط متقاطعة مع الأنابيب الدقيقة
  • مستقبلات اللامين B: ترتبط بالغشاء النووي الداخلي
  • Ankyryn: يربط الأكتين بالخيوط الوسيطة في قاعدة الخلية
  • Desmoplakin: يربط الخيوط الوسيطة في موقع الديسموسوم

أنواع الخيوط الوسيطة

في التطور ، ربما كان Lamins هو أول خيوط وسيطة صنعت. لديهم مجال قضيب طويل جدًا ويحملون إشارة نقل نووي لأنهم يقيمون في النواة أسفل الغلاف النووي مباشرةً. إنها مستمرة باستثناء انقطاع في مواقع مجمع المسام النووي.

أعلاه يظهرون لتشكيل مجموعة تشبه الشبكة (من Alberts et al ، Garland Press ، NY). الشكل على اليسار عبارة عن صورة مجهرية إلكترونية للمنطقة التي تحتوي على اللامينات ، داخل الغلاف النووي مباشرةً. يصعب تمييزها عن الكروماتين المغاير الكثيف القريب.

يتم فسفرة اللامينات في نهاية الطور الأولي وهذا يؤدي إلى تفكيكها كما ينهار الغلاف النووي. بعد ذلك ، تتم إزالة الفوسفات قبل أن تتشكل نوى الخلية الوليدة مباشرة ، وتتجمع خيوط اللامين حول كل مجموعة من الكروموسومات ، تحت الغشاء النووي الداخلي لكل خلية ابنة. يمكن للمرء أن يمنع هذه العملية عن طريق إضافة الأجسام المضادة إلى اللامينات قبل تكوين الأغشية النووية.

التقاطعات المتخصصة

النوعان الأول والثاني من الخيوط الوسيطة عبارة عن كيراتين حمضي وكيراتين قاعدي ، على التوالي. تم العثور على مونومراتهم في نفس الخلايا ويجب أن تحتوي الثنائيات على واحد من كل نوع (مغاير مغاير). إذا أعطى أحدهم مونومرات مصنفة من نوع واحد فقط ، فإن عددًا قليلاً من الخلايا سيضيف التسمية إلى نظام الهيكل الخلوي. ومع ذلك ، إذا أعطى المرء مونومرات من كلا النوعين ، فسيتم تصنيف أنظمة الهيكل الخلوي للكيراتين بشكل كبير.

تحتوي الكيراتين أيضًا على أنواع فرعية تنفرد بها الخلايا الظهارية المختلفة (المثانة ، الجلد ، إلخ) أو حتى مجموعات فرعية مختلفة من نوع خلية واحدة (مثل خلايا البشرة القاعدية). هذا مفيد في الكشف عن أصل الخلايا في الورم ، وخاصة الخلايا المنتشرة.

في الظهارة ، تشكل خيوط الكيراتين الوسيطة الوصلات التي تربط الخلايا معًا (ديسموسومات) ، أو تربط الخلايا بالمصفوفة (الهيميدسموسومات). في خلايا العضلات ، تكون الخيوط الوسيطة التي تشكل الديسموسوم هي "desmins".

Desmosomes: يتم توصيل لويحتين على الخلايا المجاورة (تحتوي على ديسموبلاكين وبروتينات أخرى) بواسطة جزيئات كاديرين. ترتبط هذه الجزيئات بالكالسيوم. تدور الشعيرات الوسيطة في اللويحات المنتشرة في السيتوبلازم. هذا يربط خليتين معًا من الناحية الهيكلية. الكيراتين

الخلايا المذكورة أعلاه هي من الجلد والخلايا تبدو كما لو كانت قد أسقطت أشواكًا تلامس أشواكًا من الخلايا المجاورة. في الواقع ، هذه هي مواقع اتصال الديسموسوم والتي تعد مفترق طرق حيوي في الجلد. أدت تقنية التثبيت إلى تقلص الخلايا ، وترك مواقع الاتصال مرئية. يُرى صورة مجهرية إلكترونية تظهر ديسموسوم إلى اليسار. تدور الخيوط الوسيطة بطريقة متوازية تقريبًا.

المرضى الذين يصنعون أجسامًا مضادة لجزيئات الكادرين سيكون لديهم ديسموسومات ضعيفة أو غائبة وسيشكل الجلد بثورًا. تقع هذه المناطق المملوءة بالسوائل في المناطق التي توجد بها الخلايا ذات العمود الفقري.

Hemidesmosomes: هي مواقع اتصالات في قاعدة الخلية الظهارية مع المصفوفة. يظهر الرسم الكرتوني أدناه المكونات. تكون الخيوط الوسيطة عالقة في لوحة (مثل لوحة ديسموسوم) وتساعد جزيئات إنتجرين (مستقبلات بروتينات المصفوفة) على توصيل الموقع بالمصفوفة.

النوع الثالث متوسط ​​الشعيرات

توجد في مجموعة متنوعة من أنواع الخلايا. كل منها فريد بالنسبة لهذا النوع من الخلايا وتستخدم لتحديد الأنسجة التي تحتوي على هذا النوع من الخلايا. يوجد الفيمنتين في الخلايا المشتقة من الأديم المتوسط: الأرومات الليفية ، الخلايا البطانية ، خلايا الدم البيضاء

يوجد Desmin في خلايا العضلات ، ويربط أقراص Z وقد يربط مركز الوحدات المقلصة. وجد أيضًا أنه متصل بالديسموسومات في التقاطعات المتخصصة (عضلة القلب).

تم العثور على البروتين الحمضي الليفي الدبقي في الخلايا الدبقية في الجهاز العصبي المركزي.

النوع الرابع خيوط وسيطة

قم بتضمين الخيوط العصبية L أو M أو H (التي سميت على الوزن الجزيئي المنخفض أو المتوسط ​​أو العالي. ترتبط هذه الخيوط العصبية بواسطة جسور plectin المتقاطعة ببعضها البعض وبالأنابيب الدقيقة ، وهذا يضيف إلى القوة والتباعد.

تضيف بروتينات الخيوط العصبية إلى قطر المحور العصبي وبالتالي تؤثر على وظيفته (المحاور الأكبر تعمل بشكل أسرع).


وظيفة الشعيرات الوسيطة

في بعض الخلايا ، يوجد ما يصل إلى عشرة أضعاف عدد الخيوط الوسيطة مثل الخيوط الدقيقة الأخرى أو الأنابيب الدقيقة. تعني وفرة IFs أنها تخدم العديد من الأدوار المهمة في الخلية.

عادة ما تكون الخيوط الوسيطة قوية وشبيهة بالحبال. وظيفتهم هيكلية بشكل أساسي ، حيث يوفرون القوة والدعم لهياكل التوبولين الأكثر هشاشة.

تحتوي جميع الخلايا على خيوط وسيطة ، وبعض الخلايا لها عدة أنواع مختلفة. ترتبط بعض الخيوط الوسيطة ارتباطًا وثيقًا بأنواع خلايا معينة. توجد الخيوط العصبية ، كما يوحي الاسم ، حصريًا في الخلايا العصبية. تحتوي خلايا العضلات على نوع يسمى خيوط desmin ، وتوجد الكيراتين في الخلايا الظهارية. تم العثور على أنواع أخرى من الخيوط الوسيطة على نطاق واسع في أنواع مختلفة من الخلايا.

إن وظيفة الخيوط الوسيطة ميكانيكية إلى حد كبير ، مما يعني أنها توفر الدعم للخلية بحيث يمكن للخيوط الدقيقة الأخرى القيام بوظائف النقل الخاصة بها بسهولة أكبر. يتم ترتيب بعض الخيوط الوسيطة في نمط يشبه الشبكة لتوفير احتياجات الدعم المختلفة لأنواع مختلفة من الخلايا.


فلاجيلا وأهداب

فلاجيلا (المفرد = السوط) عبارة عن هياكل طويلة تشبه الشعر تمتد من غشاء البلازما وتستخدم لتحريك خلية بأكملها (على سبيل المثال ، الحيوانات المنوية ، يوجلينا). عند وجودها ، تحتوي الخلية على سوط واحد فقط أو عدد قليل من الأسواط. عندما تكون الأهداب (المفرد = الهدب) موجودة ، فإن العديد منها يمتد على طول سطح غشاء البلازما بأكمله. إنها هياكل قصيرة تشبه الشعر تُستخدم لتحريك خلايا كاملة (مثل الباراميسيا) أو مواد على طول السطح الخارجي للخلية (على سبيل المثال ، أهداب الخلايا التي تبطن قناتي فالوب التي تحرك البويضة نحو الرحم ، أو أهداب تبطن خلايا الجهاز التنفسي التي تحبس الجسيمات وتحركها نحو أنفك).

على الرغم من الاختلافات في الطول والعدد ، تشترك الأسواط والأهداب في ترتيب هيكلي مشترك للأنابيب الدقيقة يسمى صفيف & ldquo9 + 2. & rdquo هذا اسم مناسب لأن السوط أو الهدب المفرد يتكون من حلقة من تسعة أزواج أنبوبة دقيقة تحيط بأنبيب واحد مزدوج في المركز.

الشكل ( PageIndex <1> ): الأنابيب الدقيقة هي المكون الهيكلي للسوط: يُظهر هذا الرسم المجهر الإلكتروني للإرسال لسوطين مجموعة 9 + 2 من الأنابيب الدقيقة: تسعة أزواج من الأنابيب الدقيقة تحيط بمزدوجة واحدة من الأنابيب الدقيقة.


شكر وتقدير

يرغب المؤلفون في الاعتراف بالدعم المقدم من مؤسسة الأبحاث الألمانية (HH و HB) ، والجمعية السويسرية لأبحاث الأمراض العضلية (UA و SVS) ، والمركز الوطني للكفاءة في برنامج البحث حول 'Nanoscale Science' ، والمؤسسة السويسرية الوطنية للعلوم. ، ومؤسسة ME Müller في سويسرا ومقاطعة Basel-Stadt (جميعها في UA) ، ومجموعة العلوم الطبية الحيوية ومجلس الأبحاث التابع للجامعة الكاثوليكية في لوفين (SVS) والاتحاد الأوروبي FP6 علوم الحياة وعلم الجينوم والتكنولوجيا الحيوية للصحة ( HH و UA).


Lazarides، E. شعيرات وسيطة كمكاملات ميكانيكية للفضاء الخلوي. طبيعة سجية 283, 249–256 (1980).

ألبرتس ، ب. وآخرون. البيولوجيا الجزيئية للخلية، الطبعة الرابعة. 907-982 (جارلاند ساينس ، نيويورك ، 2002).

Coulombe ، PA ، Ma ، L. ، Yamada ، S. & amp Wawersik ، M. الخيوط الوسيطة في لمحة. J. خلية علوم. 114, 4345–4347 (2001).

هيس ، م ، ماجين ، ت. & amp Weber، K. جينات لبروتينات الخيوط الوسيطة ومسودة تسلسل الجينوم البشري: جينات كيراتين جديدة وعدد كبير بشكل مدهش من الجينات الكاذبة المتعلقة بجينات الكيراتين 8 و 18. J. خلية علوم. 114, 2569–2575 (2001).

إيربر ، إيه وآخرون. توصيف هيدرا لامين وجينه: سلالة جزيئية لامينات ميتازوان. جيه مول. Evol. 49, 260–271 (1999).

Hutchison، CJ Lamins: لبنات بناء أم منظمات للتعبير الجيني؟ القس الطبيعة مول. خلية بيول. 3, 848–858 (2002).

جروينباوم ، واي وآخرون. الصفيحة النووية ووظائفها في النواة. كثافة العمليات القس Cytol. 226, 1–62 (2003).

Fuchs، E. & amp Weber، K. الخيوط الوسيطة: الهيكل ، الديناميكيات ، الوظيفة ، والمرض. Annu. القس Biochem. 63, 345–382 (1994).

فوكس ، إي أند كليفلاند ، دي دبليو. سقالات هيكلية من خيوط وسيطة في الصحة والمرض. علم 279, 514–519 (1998).

Strelkov ، S.V. ، Herrmann ، H. & amp Aebi ، U. العمارة الجزيئية للخيوط الوسيطة. بيوسيس 25, 243–251 (2003).

Herrmann، H.، Hesse، M.، Reichenzeller، M.، Aebi، U. & amp Magin، T.M. التعقيد الوظيفي للهيكل الخلوي للخيوط الوسيطة: من الهيكل إلى التجميع إلى الاستئصال الجيني. كثافة العمليات القس Cytol. 223, 83–175 (2003).

Er Rafik، M.، Doucet، J. & amp Briki، F. هندسة الخيوط الوسيطة كما تحددها نمذجة حيود الأشعة السينية لألفا كيراتين الصلب. بيوفيز. ج. 86, 3893–3904 (2004).

Windoffer، R.، Woll، S.، Strnad، P. & amp Leube، R.E. تحديد المبادئ الجديدة لدوران شبكة خيوط الكيراتين في الخلايا الحية. مول. بيول. زنزانة 15, 2436–2448 (2004).

Vassar، R.، Coulombe، P.A.، Degenstein، L.، Albers، K. & amp Fuchs، E. زنزانة 64, 365–380 (1991).

فوكس ، إي ، إستيفيس ، R.A. & amp Coulombe ، P.A. تكشف الفئران المعدلة وراثيًا التي تعبر عن جين كيراتين 10 الطافر الأساس الجيني المحتمل لفرط التقرن المنحل للبشرة. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 89, 6906–6910 (1992).

العمري ، M.B. ، كولومب ، P.A. & أمبير ماكلين ، دبليو. الخيوط الوسيطة والأمراض المرتبطة بها. إنجل. جيه ميد. (في الصحافة).

Novelli، G. & amp D'Apice، M.R. الحالة الغريبة للجين "lumper" lamin A / C والشيخوخة المبكرة للإنسان. اتجاهات مول. ميد. 9, 370–375 (2003).

Worman، H.J. & amp Courvalin، J.C. كيف تسبب الطفرات في لامين A و C المرض؟ J. كلين. استثمار. 113, 349–351 (2004).

Zastrow، MS، Vlcek، S. & amp Wilson، K.L. البروتينات التي تربط اللامينات من النوع A: دمج القرائن المعزولة. J. خلية علوم. 117, 979–987 (2004).

Coulombe ، P.A. ، Bousquet ، O. ، Ma ، L. ، Yamada ، S. & amp Wirtz ، D. اتجاهات خلية بيول. 10, 420–428 (2000).

جرين ، ك. & amp Gaudry ، C.A. هل الديسموسومات أكثر من الحبال للخيوط الوسيطة؟ القس الطبيعة مول. خلية بيول. 1, 208–216 (2000).

Fuchs، E. & amp Karakesisoglou، I. سد تقاطعات الهيكل الخلوي. تطوير الجينات. 15, 1–14 (2001).

ليونج ، س.ل. ، جرين ، ك.ج. & amp Liem ، R.K. Plakins: عائلة من بروتينات السيتولينكر متعددة الاستعمالات. اتجاهات خلية بيول. 12, 37–45 (2002).

روبر ، ك. ، جريجوري ، إس إل. & amp Brown، N.H. "الأطياف": عمالقة الهيكل الخلوي مع خصائص كل من عائلات سبيكترين والبلاكين. J. خلية علوم. 115, 4215–4225 (2002).

كولومب ، ب. & amp Omary، M.B. تحدد المبادئ "الصلبة" و "اللينة" بنية ووظيفة وتنظيم خيوط الكيراتين الوسيطة. بالعملة. رأي. خلية بيول. 14, 110–122 (2002).

Mounkes، L.، Kozlov، S.، Burke، B. & amp Stewart، C.L. اعتلالات الصفيحة: تلتقي البنية النووية بالمرض. بالعملة. رأي. جينيه. ديف. 13, 223–230 (2003).

Erber ، A. ، Riemer ، D. ، Bovenschulte ، M. & amp Weber ، K. التطور الجزيئي لبروتينات الخيوط الوسيطة metazoan. جيه مول. Evol. 47, 751–762 (1998).

Karabinos، A.، Schmidt، H.، Harborth، J.، Schnabel، R. & amp Weber، K. أدوار أساسية لأربعة بروتينات خيوط وسيطة حشوية في أنواع معينة انيقة تطوير. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 98, 7863–7868 (2001).

Ausmees ، N. ، Kuhn ، J.R. & amp Jacobs-Wagner ، C. الهيكل الخلوي البكتيري: وظيفة شبيهة بالخيوط الوسيطة في شكل الخلية. زنزانة 115, 705–713 (2003).

van den Ent ، F. ، Amos ، L.A. & amp Lowe ، J. أصل بدائية النواة للهيكل الخلوي أكتين. طبيعة سجية 413, 39–44 (2001).

Lowe، J. & amp Amos، L.A. هيكل بلوري لبروتين انقسام الخلايا البكتيرية FtsZ. طبيعة سجية 391, 203–206 (1998).

لاريفير ، آر سي. & amp Julien، J.P. وظائف الخيوط الوسيطة في تطور الخلايا العصبية والمرض. J. نيوروبيول. 58, 131–148 (2004).

ماكونيل ، إس جيه. & amp يافي ، M.P. تكوين خيوط وسيطة بواسطة بروتين الخميرة الضروري لوراثة العضية. علم 260, 687–689 (1993).

العمري ، M.B. ، Ku ، N.O. & amp Toivola، D.M. الكيراتين: حراس الكبد. أمراض الكبد 35, 251–257 (2002).

أوشيما ، R.G. موت الخلايا المبرمج وخيوط الكيراتين الوسيطة. موت الخلية يختلف. 9, 486–492 (2002).

Paramio، J.M. & amp Jorcano، J.L. ما وراء البنية: هل تعدل الشعيرات الوسيطة إشارات الخلية؟ بيوسيس 24, 836–844 (2002).

أوينز ، د. & amp Lane ، E.B. البحث عن وظيفة الكيراتينات الظهارية البسيطة. بيوسيس 25, 748–758 (2003).

Baribault ، H. ، Price ، J. ، Miyai ، K. & amp Oshima ، R.G. فتك منتصف الحمل في الفئران التي تفتقر إلى الكيراتين 8. تطوير الجينات. 7, 1191–1202 (1993).

كو ، نو ، ميتشي ، إس ، أوشيما ، آر جي. & amp Omary، M.B. التهاب الكبد المزمن ، وهشاشة الخلايا الكبدية ، وزيادة الفوسفوجليكيراتين القابل للذوبان في الفئران المعدلة وراثيا التي تعبر عن الكيراتين 18 متحولة أرجينين محفوظة. J. خلية بيول. 131, 1303–1314 (1995).

لورانجر ، إيه وآخرون. الكيراتينات الظهارية البسيطة مطلوبة للحفاظ على سلامة خلايا الكبد. أكون. J. باتول. 151, 1673–1683 (1997).

ماجين ، ت. وآخرون. دروس من فئران الكيراتين 18 بالضربة القاضية: تكوين خيوط كيراتين جديدة وفقدان ثانوي للكيراتين 7 وتراكم الكيراتين الخاص بالكبد 8 مجاميع إيجابية. J. خلية بيول. 140, 1441–1451 (1998).

كو ، لا. وآخرون. القابلية للسمية الكبدية في الفئران المعدلة وراثيا التي تعبر عن طفرة كيراتين 18 سالبة بشرية. J. كلين. استثمار. 98, 1034–1046 (1996).

تويفولا ، د. وآخرون. تثبيط فوسفاتيز البروتين في سلالات الفئران العادية والكيراتينية 8/18 غير كفؤة تدعم دورًا وظيفيًا لخيوط الكيراتين الوسيطة في الحفاظ على سلامة خلايا الكبد. أمراض الكبد 28, 116–128 (1998).

Zatloukal، K. et al. يحمي Cytokeratin 8 من السمية الكبدية ، وتحدد نسبته إلى السيتوكيراتين 18 قدرة خلايا الكبد على تكوين أجسام مالورية. أكون. J. باتول. 156, 1263–1274 (2000).

كو ، لا. وآخرون. يؤدي تحور موقع فسفرة الكيراتين الرئيسي إلى الإصابة بالتسمم الكبدي في الفئران المعدلة وراثيًا. J. خلية بيول. 143, 2023–2032 (1998).

Liao، J.، Lowthert، L.A.، Ghori، N. & amp Omary، M.B. ترتبط بروتينات الصدمة الحرارية 70 كيلو دالتون بخيوط غدية وسيطة بطريقة تعتمد على ATP. J. بيول. تشيم. 270, 915–922 (1995).

إيزاوا ، إ. وآخرون. تحديد Mrj ، وهو بروتين عائلة DnaJ / Hsp40 ، كبروتين تنظيمي خيوط الكيراتين 8/18. J. بيول. تشيم. 275, 34521–34527 (2000).

بيرنج ، دكتوراه في الطب وآخرون. يمكن تغيير تفاعلات الخيوط الوسيطة بواسطة HSP27 و αB-crystallin. J. خلية علوم. 112, 2099–2112 (1999).

العمري ، م. وآخرون. كيناز مرتبط بـ PKCε يرتبط بـ cytokeratin 8 و 18 فسفوريلاته. J. خلية بيول. 117, 583–593 (1992).

هو ، T. ، ستيبولاك ، A. ، هولمستروم ، T.H. ، Omary ، M.B. & amp Eriksson، J.E. إن بروتين الشعيرة الوسيط الكيراتين 8 عبارة عن ركيزة حشوية جديدة لـ c-Jun N-kinase. J. بيول. تشيم. 277, 10767–10774 (2002).

Ku، N.O.، Gish، R.، Wright، T.L. & amp Omary، M.B. طفرات الكيراتين 8 في مرضى الكبد المشفر. إنجل. جيه ميد. 344, 1580–1587 (2001).

كو ، لا. وآخرون. تعد طفرات الكيراتين 8 و 18 من عوامل الخطر لتطوير أمراض الكبد من مسببات متعددة. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 100, 6063–6068 (2003).

أوينز ، د. وآخرون. طفرات الكيراتين البشرية 8 التي تزعج تجميع الخيوط التي لوحظت في مرضى التهاب الأمعاء. J. خلية علوم. 117, 1989–1999 (2004).

Caulin، C.، Ware، CF، Magin، T.M. & أمبير أوشيما ، R.G. المقاومة الظهارية المعتمدة على الكيراتين لموت الخلايا المبرمج الناجم عن عامل نخر الورم. J. خلية بيول. 149, 17–22 (2000).

جيلبرت ، س ، لورانجر ، أ ، دايجل ، إن. وأمبير مارسو ، إن. توفر الكيراتين الظهارية البسيطة 8 و 18 مقاومة لموت الخلايا المبرمج بوساطة فاس. تحدث الحماية من خلال تعديل استهداف المستقبلات. J. خلية بيول. 154, 763–773 (2001).

إينادا ، هـ وآخرون. يخفف الكيراتين من السمية الخلوية التي يسببها عامل نخر الورم من خلال الارتباط مع TRADD. J. خلية بيول. 155, 415–426 (2001).

Ku، N.O.، Soetikno، R.M. & amp Omary، M.B. تهيئ طفرة الكيراتين في الفئران المعدلة وراثيًا للإصابة بموت الخلايا المبرمج الناجم عن عامل نخر الورم (Fas) ولكن ليس للإصابة الشديدة بالكبد. أمراض الكبد 37, 1006–1014 (2003).

جاكيمار ، د. وآخرون. حماية الكيراتين 8 لوظيفة حاجز المشيمة. J. خلية بيول. 161, 749–756 (2003).

ماكجوان ، ك. وآخرون. تظهر الكيراتين 17 الفئران الخالية من الثعلبة التي تعتمد على العمر والسلالة. تطوير الجينات. 16, 1412–1422 (2002).

هاردي ، م. الحياة السرية لبصيلات الشعر. اتجاهات الجينات. 8, 55–61 (1992).

روبرتسون ، جيه وآخرون. موت الخلايا المبرمج للخلايا العصبية التي تظهر مجاميع محيطية يتم توسطه بواسطة عامل نخر الورم الخلوي المسبّب للالتهابات- α. J. خلية بيول. 155, 217–226 (2001).

هيس ، إم ، فرانز ، ت. ، تاماي ، واي. ، تاكيتو ، إم إم. & أمبير ماجين ، T.M. يؤدي الحذف المستهدف للكيراتين 18 و 19 إلى هشاشة الأرومة الغاذية والفتاك المبكر للجنين. EMBO J. 19, 5060–5070 (2000).

يشير النمط الظاهري لغشاء البلازما القمي الشاذ في الفئران التي تعاني من نقص CK8 إلى دور جديد للخيوط الوسيطة في استقطاب الظهارة البسيطة. J. خلية علوم. 114, 563–575 (2001).

Toivola ، D.M. ، Krishnan ، S. ، Binder ، H.J. ، Singh ، S.K. & amp Omary، M.B. تعدل الكيراتين نقل الكهارل في القولون عن طريق الاستهداف الخاطئ للبروتين. J. خلية بيول. 164, 911–921 (2004).

Micheau، O. & amp Tschopp، J. تحريض مستقبلات مستقبلات TNF I بوساطة موت الخلايا المبرمج عبر مجمعين إشارات متسلسلين. زنزانة 114, 181–190 (2003).

يونيدا ، ك وآخرون. حلقة أوتوكرين / باراكرين تربط مجاميع الكيراتين 14 بعامل نخر الورم α بوساطة السمية الخلوية في نموذج الخلايا الكيراتينية لانحلال البشرة الفقاعي البسيط. J. بيول. تشيم. 279, 7296–7303 (2004).

ساهلغرين ، سي. وآخرون. ينظم Cdk5 تنظيم Nestin وارتباطه بـ p35. مول. زنزانة. بيول. 23, 5090–5106 (2003).

لي ، جي سي وآخرون. ينظم DEDD تدهور الخيوط الوسيطة أثناء موت الخلايا المبرمج. J. خلية بيول. 158, 1051–1066 (2002).

دينسديل ، دي ، لي ، جي سي ، ديوسون ، جي ، كوهين ، جي إم. & amp Peter، M.E. تتحكم الخيوط الوسيطة في التوزيع داخل الخلايا للكاسبيز أثناء موت الخلايا المبرمج. أكون. J. باتول. 164, 395–407 (2004).

Rao، L.، Perez، D. & amp White، E. Lamin تحلل البروتينات يسهل الأحداث النووية أثناء موت الخلايا المبرمج. J. خلية بيول. 135, 1441–1455 (1996).

برويرز ، جيه إل وآخرون. يتوافق الانقسام الجزئي لفيتامينات A مع تفككها الكلي من الصفيحة النووية أثناء موت الخلايا المبرمج. يورو. J. خلية بيول. 81, 677–691 (2002).

روشود ، إس وآخرون. يكشف اضطراب الجين Caspase-6 عن الحاجة إلى انقسام lamin A في تكاثف الكروماتين الأبوطوتيكي. EMBO J. 21, 1967–1977 (2002).

بيون ، واي وآخرون. انشقاق Caspase من vimentin يعطل الشعيرات الوسيطة ويعزز موت الخلايا المبرمج. موت الخلية يختلف. 8, 443–450 (2001).

Chen، F.، Chang، R.، Trivedi، M.، Capetanaki، Y. & amp Cryns، V.L. ينتج التحلل البروتيني لـ Caspase لـ desmin مثبطًا سلبيًا سائدًا للخيوط الوسيطة ويعزز موت الخلايا المبرمج. J. بيول. تشيم. 278, 6848–6853 (2003).

Caulin، C.، Salvesen، G.S. & amp Oshima، R.G. انشقاق Caspase للكيراتين 18 وإعادة تنظيم الخيوط الوسيطة أثناء موت الخلايا المبرمج للخلايا الظهارية. J. خلية بيول. 138, 1379–1394 (1997).

Ku، NO، Liao، J. & amp Omary، M.B. يولد موت الخلايا المبرمج شظايا مستقرة من النوع البشري من الكيراتين. J. بيول. تشيم. 272, 33197–33203 (1997).

أوينو ، ت. وآخرون. قياس منتج موت الخلايا المبرمج في مصل مرضى سرطان الثدي. يورو. J. السرطان 39, 769–774 (2003).

Eriksson، J.E.، Opal، P. & amp Goldman، R.D. ديناميات الخيوط الوسيطة. بالعملة. رأي. زنزانة. بيول. 4, 99–104 (1992).

إيناغاكي ، إم وآخرون. الخصائص الديناميكية للخيوط الوسيطة: التنظيم عن طريق الفسفرة. بيوسيس 18, 481–487 (1996).

Foisner ، R. التنظيم الديناميكي للخيوط الوسيطة والبروتينات المرتبطة بها أثناء دورة الخلية. بيوسيس 19, 297–305 (1997).

Paramio ، J.M. ، Segrelles ، C. ، Ruiz ، S. & amp Jorcano ، J.L. Inception of protein kinase B (PKB) and PKCζ يتوسط إيقاف دورة الخلية التي يسببها الكيراتين K10. مول. زنزانة. بيول. 21, 7449–7459 (2001).

باراميو ، جي إم وآخرون. تعديل تكاثر الخلايا بواسطة السيتوكيراتين K10 و K16. مول. زنزانة. بيول. 19, 3086–3094 (1999).

Santos، M.، Paramio، J.M.، Bravo، A.، Ramirez، A. & amp Jorcano، J.L. إن تعبير الكيراتين k10 في الطبقة القاعدية للبشرة يمنع تكاثر الخلايا ويمنع تكون أورام الجلد. J. بيول. تشيم. 277, 19122–19130 (2002).

سانتوس ، م وآخرون. ضعف تنشيط NF-B وزيادة إنتاج عامل نخر الورم α في الفئران المعدلة وراثيًا التي تعبر عن الكيراتين K10 في الطبقة القاعدية من البشرة. J. بيول. تشيم. 278, 13422–13430 (2003).

Reichelt، J. & amp Magin، T.M. فرط الانتشار ، تحريض c-Myc و 14-3-3σ ، ولكن لا توجد هشاشة للخلايا في فئران الكيراتين-10-فارغة. J. خلية علوم. 115, 2639–2650 (2002).

Reichelt، J.، Bussow، H.، Grund، C. & amp Magin، T.M. تكوين بشرة طبيعية مدعومة بزيادة ثبات الكيراتين 5 و 14 في الكيراتين 10 فئران فارغة. مول. بيول. زنزانة 12, 1557–1568 (2001).

Schweizer ، J. ، Kinjo ، M. ، Furstenberger ، G. & amp Winter ، H. التعبير المتسلسل لمجموعات الكيراتين المشفرة بالـ mRNA في بشرة الفأر الوليدية: الخلايا القاعدية ذات خصائص الخلايا المتمايزة نهائيًا. زنزانة 37, 159–170 (1984).

تويفولا ، د. وآخرون. اضطرابات في تنظيم دورة الخلية الكبدية في الفئران ذات الكيراتين الناقص في التجميع 8/18. أمراض الكبد 34, 1174–1183 (2001).

Ku، NO، Liao، J. & amp Omary، M.B. تنظم فسفرة الكيراتين البشري 18 سيرين 33 الارتباط بالبروتينات 14-3-3. EMBO J. 17, 1892–1906 (1998).

Hermeking، H. ارتباط السرطان 14-3-3. القس الطبيعة. السرطان 3, 931–943 (2003).

Ku، NO، Michie، S.، Resurreccion، E.Z.، Broome، R.L. & amp Omary، M.B. ارتباط الكيراتين ببروتينات 14-3-3 ينظم خيوط الكيراتين وتطور الانقسام الكبدي. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 99, 4373–4378 (2002).

Tzivion، G.، Luo، Z.J. & amp Avruch ، J.Calyculin A-induced vimentin phosphorylation of 14-3-3 واستبدل 14-3-3 شركاء آخرين في الجسم الحي. J. بيول. تشيم. 275, 29772–26778 (2000).

Martin، P. التئام الجروح - بهدف تجديد الجلد بشكل مثالي. علم 276, 75–81 (1997).

Wong، P. & amp Coulombe، P.A. يكشف فقدان بروتينات الكيراتين 6 (K6) عن وظيفة الخيوط الوسيطة أثناء إصلاح الجرح. J. خلية بيول. 163, 327–337 (2003).

بيكني ، إم وآخرون. رد فعل غير طبيعي لإصابة الجهاز العصبي المركزي في الفئران التي تفتقر إلى البروتين الحمضي الليفي الدبقي والفيمنتين. J. خلية بيول. 145, 503–514 (1999).

Odland، G. & amp Ross، R. إصلاح الجروح البشرية. I. تجديد البشرة. J. خلية بيول. 39, 135–151 (1968).

بالاديني ، ر.د. ، تاكاهاشي ، ك. ، برافو ، إن إس. & amp Coulombe ، P.A. يرتبط بدء إعادة الاندمال بتشكل النسيج الظهاري بعد إصابة الجلد بإعادة تنظيم خيوط الكيراتين في الخلايا الكيراتينية لحافة الجرح: تحديد الدور المحتمل للكيراتين 16. J. خلية بيول. 132, 381–397 (1996).

مانسبردج ، ج. & amp Knapp ، A.M. التغييرات في نضج الخلايا الكيراتينية أثناء التئام الجروح. J. الاستثمار. ديرماتول. 89, 253–263 (1987).

وونغ ، ب. وآخرون. يكشف إدخال طفرة فارغة في جينات الماوس K6α و K6β عن دورها الهيكلي الأساسي في الغشاء المخاطي للفم. J. خلية بيول. 150, 921–928 (2000).

Wojcik، S.M.، Longley، MA & amp Roop، D.R. يفسر اكتشاف شكل إسوي جديد لكيراتين الفئران 6 (K6) عدم وجود عيوب في الشعر والأظافر في الفئران التي تعاني من نقص K6a و K6b. J. خلية بيول. 154, 619–630 (2001).

كوزولينو ، إم وآخرون. مطلوب p120 كاتينين لحركة الخلية المعتمد على عامل النمو والانتشار في الخلايا الظهارية. مول. بيول. زنزانة 14, 1964–1977 (2003).

Mazzalupo، S.، Wong، P.، Martin، P. & amp Coulombe، P.A. دور الكيراتين 6 و 17 أثناء إغلاق الجرح في جلد الفأر الجنيني. ديف. دين. 226, 356–365 (2003).

بيل ، م وآخرون. ينظم Sphingosylphosphorylcholine بنية شبكة الكيراتين وخصائص المرونة اللزجة للخلايا السرطانية البشرية. خلية الطبيعة بيول. 5, 803–811 (2003).

مورلي ، إس إم. وآخرون. توليد وتوصيف خطوط خلايا انحلال البشرة الفقاعي البسيط: تظهر فحوصات الخدش هجرة أسرع مع طفرات الكيراتين التخريبية. Br. J. ديرماتول. 149, 46–58 (2003).

Janmey، P.A.، Euteneuer، U.، Traub، P. & amp Schliwa، M. خصائص اللزوجة المرنة للفيمنتين مقارنة بشبكات البوليمرات الحيوية الخيطية الأخرى. J. خلية بيول. 113, 155–160 (1991).

Yamada، S.، Wirtz، D. & amp Coulombe، P.A. يحدد التجميع الزوجي الإمكانات الجوهرية للتنظيم الذاتي والخصائص الميكانيكية لخيوط الكيراتين. مول. بيول. زنزانة 13, 382–391 (2002).

Ma، L.، Yamada، S.، Wirtz، D. & amp Coulombe، P.A. تغير طفرة "النقطة الساخنة" الخصائص الميكانيكية لشبكات خيوط الكيراتين. خلية الطبيعة بيول. 3, 503–506 (2001).

Brown، M.J.، Hallam، J.A.، Colucci-Guyon، E. & amp Shaw، S. يتم منح صلابة الخلايا الليمفاوية المنتشرة بشكل أساسي بواسطة خيوط فيمينتين الوسيطة. J. إمونول. 166, 6640–6646 (2001).

براون ، إم جي ، هالام ، ج.أ ، ليو ، واي ، يامادا ، كي إم. & amp Shaw، S.. J. إمونول. 167, 641–645 (2001).

Wiche ، G. دور البلكتين في تنظيم الهيكل الخلوي ودينامياته. J. خلية علوم. 111, 2477–2486 (1998).

Runembert ، آي وآخرون. يؤثر Vimentin على توطين ونشاط ناقل الصوديوم الجلوكوز SGLT1 في أطواف الغشاء. J. خلية علوم. 115, 713–724 (2002).

Mor-Vaknin، N.، Punturieri، A.، Sitwala، K. & amp Markovitz، D.M. يفرز الفيمنتين بواسطة الضامة المنشطة. خلية الطبيعة بيول. 5, 59–63 (2003).

Milner، D.J.، Mavroidis، M.، Weisleder، N. & amp Capetanaki، Y. Desmin المرتبط بتوزيع الميتوكوندريا العضلي ووظيفة الجهاز التنفسي. J. خلية بيول. 150, 1283–1298 (2000).

Linden ، M. ، Li ، Z. ، Paulin ، D. ، Gotow ، T. & amp Leterrier ، J.F. آثار الضربة القاضية لجين desmin على ميتوكوندريا قلب الفئران. J. بيوينيرج. بيوميمبر. 33, 333–341 (2001).

Weisleder، N.، Taffet، G.E. & amp Capetanaki، Y. يصحح التعبير الزائد Bcl-2 عيوب الميتوكوندريا ويخفف من اعتلال عضلة القلب الموروث. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 101, 769–774 (2004).

راو ، م. وآخرون. يعتبر ارتباط Myosin Va بالخيوط العصبية أمرًا ضروريًا لتصحيح توزيع ونقل الميوسين Va وكثافة الخيوط العصبية. J. خلية بيول. 159, 279–290 (2002).


دور خيوط فيمنتين الوسيطة في تطور سرطان الرئة

هناك تراكم للأدلة في الأدبيات التي توضح الدور المتكامل لخيوط الفيمنتين الوسيطة (IFs) في تطور سرطانات الرئة. تورطت بروتينات Vimentin IF في العديد من جوانب بدء السرطان وتطوره ، بما في ذلك تكوين الأورام ، والانتقال الظهاري إلى اللحمة المتوسطة (EMT) ، وانتشار السرطان النقيلي. على وجه التحديد ، تم التعرف على vimentin IFs كمكون أساسي ينظم EMT ، ومسارات نقل الإشارة الرئيسية المشاركة في EMT وتطور الورم ، وهجرة الخلايا والغزو ، وتحديد موضع العضيات وتثبيتها ، مثل الميتوكوندريا ، والتصاق الخلية والخلية الركيزة . في عملية تكوين الأورام ، يشكل الفيمنتين مركبًا به 14-3-3 وبيكلين 1 لتثبيط الالتهام الذاتي عبر آلية تعتمد على AKT. Vimentin هو علامة أساسية لـ EMT ، وقد أظهرت الأدلة الحديثة أنه منظم مهم للحركة الخلوية. قد يكون التنظيم النسخي للفيمنتين من خلال العامل -1 المحفز لنقص الأكسجة محركًا محتملاً لـ EMT. أخيرًا ، ينظم vimentin مجمعات 14-3-3 ويتحكم في مختلف مسارات التحكم في الإشارات داخل الخلايا ودورة الخلية عن طريق استنفاد توفر 14-3-3 مجانًا. هناك العديد من التطورات المثيرة في فهمنا للدور المعقد لـ vimentin IFs في السرطان ، مما يشير إلى الدور الرئيسي الذي قد تلعبه vimentin IFs في تطور الورم.

محور هذا مراجعة متعدية على الفيمنتين ، وهو بروتين خيطي من النوع الثالث (IF) ، والدور الذي يلعبه في تطور سرطان الرئة. بروتينات فيمينتين IF متورطة في العديد من جوانب بدء السرطان وتطوره ، بما في ذلك تكوين الأورام ، والانتقال الظهاري إلى اللحمة المتوسطة ، والانتشار النقيلي للسرطان.

من الناحية التاريخية ، كانت بروتينات الخيوط الوسيطة (IF) بمثابة علامات لأصل الأنسجة للأورام ضعيفة التمايز (تحدد الكيراتين IFs الخلايا الظهارية ، في حين تحدد vimentin IFs الخلايا من أصل اللحمة المتوسطة) ، وعلامات الورم في المصل ، ووسيلة للكشف عن الأورام الدقيقة. في الآونة الأخيرة ، تم التعرف على IFs كبروتينات إشارات أساسية تشارك في الوظائف البيولوجية للسرطان الرئيسية. وتشمل هذه الانتقال من الظهارة إلى اللحمة المتوسطة (EMT) ، وتنظيم مسارات نقل الإشارات الرئيسية ، وهجرة الخلايا والغزو ، وتحديد موضع العضيات وتثبيتها ، مثل الميتوكوندريا (1) ، والتصاق الخلية والخلية بالركيزة (2) . محور هذا إعادة النظر هو الدور الذي يلعبه فيمنتين ، وهو بروتين من النوع III IF ، في تطور سرطان الرئة. Vimentin هو بروتين 57 كيلو دالتون معبر عنه على نطاق واسع ومحفوظ للغاية يتم التعبير عنه بشكل أساسي في خلايا اللحمة المتوسطة ، بما في ذلك الخلايا البطانية المبطنة للأوعية الدموية ، والخلايا الأنبوبية الكلوية ، والضامة ، والعدلات ، والخلايا الليفية ، والكريات البيض (3-8). نناقش دور الفيمنتين في الأورام السرطانية وتطور سرطان الرئة ، وكيف ينظم هذا البروتين الهيكلي الخلوي المهم عددًا من المراحل الرئيسية في الشلال النقيلي.

يعد تنظيم الشلال المنتشر أمرًا حيويًا لفهمنا لسرطان الرئة. هذا النوع من السرطان لديه أسوأ معدل بقاء لمدة 5 سنوات من بين جميع أنواع السرطان في جميع أنحاء العالم (9 ، 10). ما يقرب من 80 ٪ من سرطانات الرئة هي سرطان الرئة ذو الخلايا غير الصغيرة (NSCLC) و 20 ٪ من سرطان الرئة ذو الخلايا الصغيرة. يتم تقسيم أورام NSCLC أيضًا بناءً على أوجه التشابه مع نهج العلاج والتشخيص العام ، الأنواع الثلاثة الأكثر شيوعًا من NSCLC هي سرطان الخلايا الحرشفية والسرطان الغدي وسرطان الخلايا الكبيرة. على الرغم من التقدم في العلاج وتحسين طرق مراقبة تطور المرض ، فإن مرضى سرطان الرئة لديهم نظرة قاتمة ، بسبب قلة أعراض المرحلة المبكرة (11). يتم تشخيص ما بين 40 و 50٪ من المرضى المصابين بسرطان الرئة من المرحلة الرابعة ، ومعدل البقاء على قيد الحياة لمدة 5 سنوات أقل من 1٪ (11 ، 12). In addition, the majority of patients who die of lung cancer have an extensive array of secondary tumor sites, which are established through the metastatic cascade (13). There are several steps that define the metastatic cascade, many of which are directly or indirectly regulated by vimentin: EMT, breach of the basement membrane, dissociation of cells from the original tumor, invasion into new tissue, and establishment at secondary site ( Figure 1 ). With such high mortality rates, a better understanding of the cellular and molecular mechanisms regulating lung cancer and the metastatic cascade are required.

شكل 1. Vimentin’s role in the metastatic cascade. (أ) When an epithelial-derived tumor cell undergoes epithelial-to-mesenchymal transition (EMT), vimentin expression is extensively expressed. EMT is characterized by down-regulation of epithelial markers (such as E-cadherin and keratins), up-regulation of mesenchymal markers (such as vimentin), and an increase in cellular motility. Epithelial cells are indicated in لون أخضر (keratin), and cells that have undergone EMT are shown in أحمر (vimentin). ال left panel shows epithelial cells before EMT, the middle panel shows epithelial cells after EMT (السهم الأبيض indicating cells expressing vimentin), and the اللوحة اليمنى showing vimentin-expressing cells (cells that have undergone EMT) migrating. (ب) The migration of metastatic tumor cells away from the primary tumor is mediated by the formation of lamellipodia. The formation of lamellipodia has classically been seen as regulated by F-actin and actin-associated proteins, but there is growing evidence that indicates that vimentin intermediate filament (IFs) also play an integral role in lamellipodia formation and maintenance of cell polarity in migrating cells. In cellular migration, vimentin disassembly in the lamellipodia has been shown to be necessary for formation of cellular polarity, leading to an increase in migration. Vimentin disassembly in lamellipodia is regulated by Rac1, a small G protein in the Rho family that is known to drive actin polymerization and mediate lamellipodia formation. Rac1 was shown to mediate vimentin disassembly in lamellipodia by phosphorylating vimentin at serine 38 (32). Vimentin (shown in لون أخضر) can be seen to be disassembled in the lamellipodia of a migrating cell. (ج) Vimentin is required for invadopodia maturation. Vimentin has been found at the leading edge of mature invadopodia (shown in أزرق). When vimentin expression was reduced using small interfering RNA (siRNA) or when vimentin filaments were disrupted using a dominant-negative vimentin probe, there was a significant decrease in formation of mature invadopodia (31). Therefore, vimentin is required for invadopodia maturation and the subsequent invasive spread of cancer cells. Reproduced by permission from Reference 31. (د) Vimentin expression is highly up-regulated in metastatic lung cancer. اليسار: normal human lung tissue. حق: metastatic adenocarcinoma of the lung. Vimentin is shown in brown.

Traditionally, vimentin IFs, found in the cytoplasm of mesenchymal cells, were thought to play a role in the maintenance of the cytoarchitecture and tissue integrity (14). However, our understanding of the role of vimentin has evolved, and it is now widely accepted that vimentin is also involved in the formation of signaling complexes with cell signaling molecules and other adaptor proteins (14). Tumorigenesis is a multistep process that transforms a noncancerous cell into a tumor cell, and this process can be influenced by the serine/threonine kinase, AKT (15). Residues phosphorylated by AKT may create a binding motif (RSx[pS/pT]xP or Rxxx[pS/pT]xP) that interacts with 14-3-3 proteins (2). The 14-3-3 proteins are involved in signal transduction pathways, adhesion, cellular proliferation, and inhibition of tumorigenesis (16). There are seven variants of the 14-3-3 proteins, and they mainly act as modulators of protein function to alter signaling pathways. The functional unit of 14-3-3 proteins is either a homodimer or a heterodimer (17). An example of 14-3-3 function is the negative regulation of FoxO genes that promotes tumorigenesis. FoxO3, a member of the forkhead family of transcription factors, coordinates many diverse cellular functions, such as cell proliferation, apoptosis, and reactive oxygen species response (18). When phosphorylated by AKT, FoxO is transported out of the nucleus, where it binds to 14-3-3 (19). Furthermore, phosphorylated vimentin was shown to interact with 14-3-3 proteins and prevent the assembly of Raf/14-3-3 and similar complexes (2). These findings suggest that vimentin regulates 14-3-3 complexes and modulates various intracellular signaling and cell cycle control pathways. We propose that, in addition to vimentin’s role in EMT, invasion, and motility, vimentin has an additional role in tumorigenesis.

The PI3K/AKT signaling pathway is often up-regulated in many cancers. AKT1 kinase binds to and phosphorylates vimentin at serine 39, which prevents vimentin from caspase-induced proteolysis, leading to increased motility and invasiveness of soft-tissue sarcoma cells. Moreover, vimentin phosphorylation was shown to enhance tumor and metastasis growth في الجسم الحي (20). Vimentin has also been reported to be a downstream target of PI3Kγ signaling, the activation of which results in increased vimentin phosphorylation that is required for efficient cellular migration (1). Furthermore, protein kinase C ζ was shown to promote the interaction of IFs with 14-3-3 (21). Scrib, a protein involved in cell migration, is protected from proteasomal degradation upon interaction with vimentin, suggesting that vimentin up-regulation during EMT leads to stabilization of Scrib, thereby promoting directed cell migration and increasing the invasive capacity of cells (22). In addition, Slug- and Ras-induced EMT changes were shown to be dependent on the up-regulation of vimentin (23). From these studies, it is evident that vimentin not only acts as a scaffolding protein, but also mediates several signaling pathways and cellular processes important in EMT and tumor progression.

We hypothesize that, after AKT phosphorylation, vimentin acts like a scaffold to sequester 14-3-3 protein complexes and enhance the effect of activated AKT. When Cos-7 cells were treated with calyculin A, a phosphatase inhibitor, there was an increased association between 14-3-3 proteins and phosphorylated vimentin (2), suggesting a functional interaction between AKT, 14-3-3, and vimentin. An additional implication that there is an interaction between AKT, 14-3-3, and vimentin came from a study on multidrug-resistant, diffuse, large B cell lymphoma (24). Two-dimensional differential in-gel analysis indicated that AKT, 14-3-3, and vimentin were up-regulated in multidrug-resistant diffuse, large B cell lymphoma cells. Based on the known interactions between AKT and 14-3-3, as well as AKT and vimentin, the authors proposed that there was a pathway involving AKT, 14-3-3, and vimentin (24). This possibility was uncovered when the role of AKT in inhibiting beclin 1–dependent autophagy was investigated. A coimmunoprecipitation experiment demonstrated that beclin 1 interacted both with 14-3-3 proteins when a constitutively active form of AKT was present, as well as with activated AKT (25). Phosphorylation of beclin 1 by AKT was correlated with reduced autophagy and increased tumorigenesis. Furthermore, in the presence of constitutively active AKT, vimentin coimmunoprecipitates with beclin 1 (25). These findings suggest that AKT phosphorylates both beclin 1 and vimentin, then a complex forms between beclin 1, 14-3-3, and vimentin forms which promotes tumorigenesis.

Another tumorigenesis pathway involving vimentin is the extracellular signal–regulated kinase (Erk) pathway, which is often up-regulated in many cancers and is involved in many cellular functions, including survival, proliferation, and motility. The second coiled-coil domain of vimentin was shown to interact with phosphorylated Erk, a mitogen-activated protein kinase, in a calcium-dependent mechanism, and to protect it from dephosphorylation (26). One mechanism by which Erk promotes tumorigenesis is through phosphorylation of FoxO3, leading to FoxO3 being polyubiquinated and then degraded (27). These results suggest that vimentin stabilizes Erk, leading to degradation of FoxO3. Interestingly, Erk is activated by 14-3-3 (28), which suggests that vimentin is involved both in sequestering FoxO3 as well as promoting its degradation. There are likely many other proteins the function of which could be modulated after AKT activation and sequestration on vimentin filaments through 14-3-3. Uncovering these interactions will likely provide significant insights into the regulation of signaling pathways and tumorigenesis.

Vimentin is a widely expressed and highly conserved 57-kD protein that is constitutively expressed in mesenchymal cells, including endothelial cells lining blood vessels, renal tubular cells, macrophages, neutrophils, fibroblasts, and leukocytes (3–8). Vimentin is a canonical marker of EMT (reviewed in Ref. 29), a cellular reprogramming process in which epithelial cells acquire a mesenchymal phenotype that causes them to dramatically alter their shape and exhibit increased motility ( Figure 1A ). EMT is a process characterized by a loss of cell polarity, down-regulation of epithelial markers (such as E-cadherin and keratins), and up-regulation of mesenchymal markers (such as vimentin [13, 30]). In normal lung tissue, vimentin expression in the bronchial epithelium is restricted to the basal and columnar cells (31). However, in lung cancer, increased vimentin expression is associated with epithelial-derived tumor cells (32), and is used as a diagnostic marker for the initial progression of epithelial cells from a localized lesion to invasive, metastatic tumor cells (13, 33). Increased vimentin expression has also been reported in various tumor cell lines and tissues, including prostate cancer, breast cancer, endometrial cancer, tumors of the central nervous system, malignant melanoma, and gastrointestinal tract tumors that include pancreatic, colorectal, and hepatic cancers (32). Hepatocellular carcinoma metastasis has been characterized by the increased expression of vimentin (34). In a study comparing human primary hepatocellular carcinoma tissue samples with their matched metastatic tumors, vimentin expression was significantly increased in matched metastatic tumors compared with the primary tumor (34). Furthermore, we have found vimentin expression to be up-regulated in human metastatic lung adenocarcinoma compared with normal lung tissue (unpublished data), showing that vimentin expression is also associated with metastatic lung tumors ( Figure 1D ). These data suggest vimentin expression to be a potential marker for the occurrence of metastasis in epithelial-derived tumors.

Vimentin is encoded by a single-copy gene and is located on the short arm of chromosome 10, specifically at chromosome 10p13 (22). The vimentin promoter is composed of many elements, including a TATA box, eight putative GC boxes (35), Activator protein 1 (AP-1) binding sites (36), the NF-κB–binding site (37), and a Smad binding element (38, 39). Hypoxia-inducible factor-1 (HIF-1) is a major regulator of the cellular response to hypoxia, which has been shown to regulate vimentin gene expression (40). Hypoxia is one of the key drivers of metastatic progression, is a driver of EMT, is clinically associated with the occurrence of metastasis, and is present in all solid tumors with dimensions greater than 1 cm 3 (41). The expression of vimentin is associated with increased tumor cell invasiveness (42). Therefore, vimentin transcriptional regulation by HIF-1 may be a potential driver of EMT. In addition, the Smad binding element was found within the activated protein complex-1 region of the vimentin promoter, and was shown to be involved in the regulation of vimentin expression in alveolar epithelial cells and to induce phenotypic change toward EMT (2, 21, 38).

Vimentin IFs are dynamic polypeptides that have a highly conserved α-helical “rod” domain that is flanked by non–α-helical N- and C-terminal domains (3). The assembly dynamics of vimentin IFs are controlled by phosphorylation status (43), as seen by fluorescent imaging of live cells, and are capable of assembling and disassembling rapidly in response to external stimuli, such as tumor-associated hypoxia (44). In addition, vimentin has been shown to be phosphorylated by protein kinase A at Serines 38 and 72, which leads to decreased filament formation في الجسم الحي. However, site-directed mutagenesis of these sites showed no significant effect on filament assembly, indicating that phosphorylation primarily regulates disassembly of vimentin IFs (43). The p21-activated kinase was shown to phosphorylate vimentin at several sites and to be involved in the regulation of vimentin structural reorganization (45). These dynamic changes in vimentin assembly state have been shown to play a critical role in cell attachment, migration, and cell signaling (reviewed in Ref. 46).

Vimentin organization within the cell has important effects on the formation and function of invadopodia and lamellipodia during cellular invasion and migration. To invade into the surrounding tissue, an invasive tumor cell will first form invadopodia and degrade the surrounding basement membrane. Rather than digesting the entire basement membrane, cells will create small perforations where invadopodia will form (47, 48). After this initial stage, the invadopodia will elongate or mature and allow the cell to invade through these perforations into the surrounding tissue. It is during this crucial step of invadopodia elongation that vimentin is required (31). This requirement was demonstrated in MDA-MB-231 cells, a breast cancer cell line, in which vimentin expression was reduced using small interfering RNA (siRNA) or vimetin filaments were disrupted using a dominant-negative vimentin probe. In both cases, cells with reduced or disrupted vimentin expression showed a significant decrease in formation of mature invadopodia (31). Therefore, vimentin is required for invadopodia maturation and the subsequent invasive spread of cancer cells ( Figure 1C ). Furthermore, inhibition of vimentin expression by RNA interference has been shown to reduce metastatic cell invasiveness and decrease tumor volume (49). Nodal metastatic squamous cell carcinomas, which express high levels of vimentin, are highly proliferative and motile في المختبر. Vimentin knockdown using RNA interference in these cells showed a threefold reduction in cellular invasion and migration (49), demonstrating the importance of vimentin expression in tumor cell motility.

After the formation and maturation of invadopodia, metastatic tumor cells will migrate away from the primary tumor site ( Figure 1B ). During migration, a cell will form a lamellipodia, which is the leading edge of the cell and is often characterized by ruffled membranes. The formation of a lamellipodium causes a migrating cell to become polarized, with a leading edge in the direction of migration. The formation of lamellipodia has classically been seen as regulated by F-actin and actin-associated proteins (50) however, there is growing evidence indicating that vimentin IFs also play an integral role in lamellipodia formation and maintenance of cell polarity in migrating cells. Specifically, vimentin assembly dynamics have been shown to regulate cell migration. In migratory fibroblasts, vimentin IFs were shown to extend throughout the cell, from the tail to the perinuclear region, but they were disassembled at the lamellipodia (32). This disassembly at the leading edge was not observed in serum-starved cells or in nonmigratory fibroblasts. Furthermore, it was shown that vimentin disassembly in lamellipodia was regulated by Rac1, a small G protein in the Rho family that is known to drive actin polymerization and mediate lamellipodia formation. Rac1 was shown to mediate vimentin disassembly in lamellipodia by phosphorylating vimentin at Serine 38 (32). Finally, vimentin assembly dynamics were shown to maintain the polarity of migrating cells. Vimentin filaments were disrupted in migratory fibroblasts with a dominant-negative mutant. In the dominant-negative mutant cells, a loss of polarity (loss of leading edge) and a reduction in migration was observed (32). These studies demonstrate how vimentin assembly dynamics appear to be essential in lamellipodia formation and maintenance of cell polarity in migrating cells.

IFs are an attractive potential therapeutic target for lung cancer, due to their involvement in cellular motility, transcriptional regulation, and association with EMT and tumor metastasis. Vimentin may be a key regulator of several tumorigenic pathways, as it forms a complex with 14-3-3 that may prevent the dephosphorylation of proteins in the complex, thereby inhibiting antitumor activity within cells. Vimentin has been shown to be required for maturation of invadopodia and to mediate cellular migration and formation of lamellipodia. Furthermore, increased vimentin expression has been seen in metastatic human adenocarcinoma of the lung as compared with normal lung tissue. These results lend evidence to the role of vimentin as a key regulator of the metastatic spread of lung cancers, and show vimentin to be an attractive potential therapeutic target for future cancer therapies. There are many key questions still to be answered to fully understand the role of vimentin in tumor metastasis. These include understanding the mechanism by which HIF-1 regulates vimentin expression during EMT, understanding how vimentin assembly state, as well as vimentin expression, can alter a cell’s metastatic potential, and elucidating the effect of vimentin expression on metastasis using في الجسم الحي عارضات ازياء.

The authors thank Ernst Fattakhov and Jennifer Marie Davis, who provided valuable comments and edits to the final manuscript.


Intermediate filament class IV: neurofilament proteins

Also known as "neurofilaments", this class of intermediate filaments comprises one of the fundamental structural elements of neuronal axons and dendrites they are often associated with the microtubules that also make up these structures.

The neurofilaments of vertebrate animals have been isolated, determining that it is a triplet of proteins of 200, 150 and 68 kDa that participate in the assembly في المختبر.

They differ from other intermediate filaments in that they have lateral arms as "appendages" that project from the periphery thereof and that function in the interaction between neighboring filaments and other structures.

Glial cells produce a special type of intermediate filaments known as glial intermediate filaments, which differ structurally from neurofilaments in that they are composed of a single 51 kDa protein and have different physicochemical properties.


Role of intermediate filaments in migration, invasion and metastasis

The expression of intermediate filament proteins is remarkably tissue-specific which suggests that the intermediate filament (IF) type(s) present in cells is somehow related to their biological function. However, in some cancers-particularly malignant melanoma and breast carcinoma, there is a strong indication that vimentin and keratin IFs are coexpressed, thus presenting as a dedifferentiated or interconverted (between epithelial and mesenchymal) phenotype. In this review, twoفي المختبر models are presented which recapitulate the interconverted phenotype in human melanoma and breast carcinoma, and allow, for the first time, unique observations to be made with respect to the role of IFs in cancer progression.

These studies have provided direct evidence linking overexpression of keratin IFs in human melanoma with increased migratory and invasive activityفي المختبر, which can be down-regulated by substituting dominant-negative keratin mutants. Overexpression of vimentin IFs in the breast carcinoma model leads to augmentation of motility and invasivenessفي المختبر, which can be transiently down-regulated by treatment with antisense oligonucleotides to vimentin. Additional experimental evidence suggests that the mechanism(s) responsible for the differential expression of metastatic properties associated with the interconverted phenotype rest(s) in the unique interaction, either direct or indirect, of IFs with specific integrins interacting with the extracellular matrix.

In this review, we discuss the observations derived from the human melanoma and breast carcinoma models to address the hypothesis that the ability to coexpress vimentin and keratins confers a selective advantage to tumor cells in their interpretation of and response to signaling cues from the extracellular matrix. The ramifications of these observations are discussed with respect to the patholophysiology of the respectiveفى الموقع الأورام.


The cytoskeleton is a critical cellular structure that is formed by three distinct protein networks: microtubules, which are involved in intracellular transport actin filaments, which are involved in cell motility and intermediate filaments, which provide structural and mechanical support (Pegoraro et al., 2017). Although intermediate filaments are the least studied of the three, more than 80 tissue-specific human diseases are known to be associated with mutations in intermediate filament genes (http://www.interfil.org).

The networks formed by intermediate filaments are highly dynamic and individual filaments also undergo constant remodeling (Robert et al., 2016). Moreover, various post-translational modifications of the filaments, such as phosphorylation and glycosylation, play key roles in regulating their dynamics (Snider and Omary, 2014). A particularly important modification for intermediate filaments is O-linked glycosylation (Hart et al., 2007), which involves the addition of a sugar-like molecule called GlcNAc (short for N-acetylglucosamine) to specific serine (Ser) or threonine (Thr) amino acid residues in multiple intermediate filament proteins, including vimentin (Slawson et al., 2008). However, there is much about O-linked glycosylation that is not well understood (Bond and Hanover, 2015).

Now, in eLife, Michael Boyce of Duke University School of Medicine and co-workers – including Heather Tarbet as first author – report on the role of O-linked glycosylation in the formation of vimentin intermediate filaments (Tarbet et al., 2018). They also shed light on the process by which المتدثرة الحثرية bacteria 'hijack' vimentin molecules to form a cage and stabilize the cytoplasmic vacuoles in which they replicate.

A vimentin molecule, like all other intermediate filament proteins, has three domains (Figure 1), and it is known that the head domain contains several amino acids that are sites for both glycosylation and phosphorylation (Izawa and Inagaki, 2006 Slawson et al., 2008 Snider and Omary, 2014). To form an intermediate filament, vimentin molecules first form dimers which then assemble to form tetramers that then associate laterally and longitudinally to assemble into mature 10nm-wide filaments of varying lengths. Tarbet et al. studied how three post-translational modification sites might be involved in the interactions between vimentin molecules. Two of these sites, Ser34 and Ser39 (numbering is inclusive of methionine at position 1), are known to be sites for both phosphorylation and glycosylation, whereas the third – Ser49 – is thought to be a site for glycosylation, but not for phosphorylation.

Glycosylation of a serine residue in the ‘head’ domain of vimentin promotes interactions between vimentin molecules.

A vimentin molecule has three domains: the head, the rod (which is α-helical), and the tail. Tarbet et al. show that the glycosylation of the Ser49 residue in the head domain (indicated by the addition of the yellow square) promotes the formation of vimentin dimers the glycosylation of Ser34 (not shown) also promotes dimer formation, but to a lesser extent. While the exact details of the dimer formation process remain to be clarified, biochemical evidence suggests that glycosylation mediates interactions between the head domain of one vimentin molecule and either the head or rod domain of a second vimentin molecule, or with assembled vimentin filaments.

Tarbet et al. showed that replacing Ser34, but not Ser39, with the amino acid alanine reduced O-GlcNAc-mediated crosslinking between vimentin molecules, and that replacing Ser49 with alanine molecules completely prevented vimentin crosslinking, whereas mutations at several other amino acids did not have a measurable effect. This represents the first evidence that O-linked glycosylation can modulate interactions between vimentin molecules, and the work was enabled by a recently established chemical labeling technique to identify O-GlcNAc targets (Yu et al., 2012).

Tarbet et al. then focused on Ser49 because it was not a known phosphorylation site: replacing this serine with either alanine (which cannot undergo phosphorylation) or with aspartic acid (which has charge properties that resemble a permanently phosphorylated serine) resulted in disrupted vimentin structures, rather than extended filaments that are usually formed. This suggests that the inability of these two mutants to form filaments is due to the loss of glycosylation or possibly, in the case of the aspartic acid mutant, due to there being a permanent phosphorylation-like state at Ser49.

Importantly, Tarbet et al. extended their findings to demonstrate that the glycosylation of Ser49 is critical for vimentin-dependent cell migration and for the replication of the bacteria Chlamydia inside cells after infection. متي Chlamydia infects a normal cell it takes over the cell, forcing vimentin molecules to form cages that protect and separate the bacteria from the host cytoplasm as it replicates. However, in the presence of a glycosylation inhibitor, or when Ser49 has been made non-glycosylatable, this 'hijacking' process is reduced significantly.

A few caveats deserve mention. First, the possibility that some of the results reported are due to indirect effects of the Ser49 mutation have not been completely excluded. Second, there is some confusion about Ser49 and phosphorylation: although the PhosphoNET database reports that Ser49 is phosphorylated in vimentin, the citation for this actually corresponds to Ser51, which is known to be a phosphorylation site (Izawa and Inagaki, 2006). However, several proteomic studies in the PhosphoSitePlus database report that Ser49 on human vimentin is a phospho-site, but these reports require detailed validation.

One surprising finding was that a mutation at a single glycosylation site (Ser49) had such a disruptive effect on vimentin filament formation, whereas the simultaneous mutation of all three major glycosylation sites on another intermediate filament protein, keratin 18, did not have a comparable impact (Ku and Omary, 1995). This could be because keratin 18 forms heterodimers (with keratin 8), so the impact is buffered by the partner keratin, whereas vimentin molecules form homodimers with other vimentin molecules.

Further experiments are needed to fully understand the assembly of intermediate filaments in vivo, including the role that 'cross-talk' between glycosylation and phosphorylation plays, but the findings of Tarbet et al. have illuminated an important aspect of the process.


شاهد الفيديو: الدوار أو الدوخة. عرض ناتج عن تحرك الرمال الأذنية أو كريستالات الأذن (كانون الثاني 2022).