معلومة

3.4: غشاء الخلية - علم الأحياء


يحدد غشاء البلازما للخلية حدود الخلية ويحدد طبيعة اتصالها بالبيئة. تستبعد الخلايا بعض المواد ، وتأخذ مواد أخرى ، وتفرز مواد أخرى ، كل ذلك بكميات خاضعة للرقابة. تحيط أغشية البلازما حدود الخلايا ، ولكن بدلاً من أن تكون كيسًا ثابتًا ، فهي ديناميكية وفي حالة تدفق مستمر. يجب أن يكون غشاء البلازما مرنًا بدرجة كافية للسماح لخلايا معينة ، مثل خلايا الدم الحمراء وخلايا الدم البيضاء ، بتغيير شكلها أثناء مرورها عبر الشعيرات الدموية الضيقة. هذه هي الوظائف الأكثر وضوحًا لغشاء البلازما. بالإضافة إلى ذلك ، فإن سطح غشاء البلازما يحمل علامات تسمح للخلايا بالتعرف على بعضها البعض ، وهو أمر حيوي لأن الأنسجة والأعضاء تتشكل أثناء التطور المبكر ، والتي تلعب لاحقًا دورًا في التمييز بين "الذات" مقابل "غير الذات". الاستجابة المناعية.

يحمل غشاء البلازما أيضًا مستقبلات ، وهي مواقع ارتباط لمواد معينة تتفاعل مع الخلية. كل مستقبل منظم لربطه بمادة معينة. على سبيل المثال ، تُحدث المستقبلات السطحية للغشاء تغييرات في الداخل ، مثل التغيرات في إنزيمات المسارات الأيضية. قد تكون مسارات التمثيل الغذائي هذه حيوية لتزويد الخلية بالطاقة ، أو صنع مواد محددة للخلية ، أو تكسير النفايات الخلوية أو السموم للتخلص منها. تتفاعل المستقبلات الموجودة على السطح الخارجي لغشاء البلازما مع الهرمونات أو النواقل العصبية ، وتسمح بنقل رسائلها إلى الخلية. تستخدم الفيروسات بعض مواقع التعرف كنقاط ربط. على الرغم من أنها شديدة التحديد ، إلا أن مسببات الأمراض مثل الفيروسات قد تتطور لاستغلال المستقبلات للدخول إلى الخلية عن طريق محاكاة المادة المحددة التي من المفترض أن ترتبط بها المستقبلات. تساعد هذه الخصوصية في تفسير سبب غزو فيروس نقص المناعة البشرية (HIV) أو أي نوع من أنواع فيروسات التهاب الكبد الخمسة فقط خلايا معينة.

نموذج الفسيفساء السائل

في عام 1972 ، اقترح S.J.Singer و Garth L. Nicolson نموذجًا جديدًا لغشاء البلازما والذي ، مقارنة بالفهم السابق ، أوضح بشكل أفضل الملاحظات المجهرية ووظيفة غشاء البلازما. كان هذا يسمى نموذج الفسيفساء السائل. لقد تطور النموذج إلى حد ما بمرور الوقت ، ولكن لا يزال أفضل حساب لهيكل ووظائف غشاء البلازما كما نفهمها الآن. يصف نموذج الفسيفساء السائل بنية غشاء البلازما على أنها فسيفساء من المكونات - بما في ذلك الدهون الفوسفورية والكوليسترول والبروتينات والكربوهيدرات - حيث تكون المكونات قادرة على التدفق وتغيير موضعها ، مع الحفاظ على السلامة الأساسية للغشاء. كل من جزيئات الفسفوليبيد والبروتينات المدمجة قادرة على الانتشار بسرعة وبشكل جانبي في الغشاء. سيولة غشاء البلازما ضرورية لأنشطة بعض الإنزيمات ونقل الجزيئات داخل الغشاء. تتراوح سماكة أغشية البلازما من 5-10 نانومتر. على سبيل المقارنة ، خلايا الدم الحمراء البشرية ، المرئية عن طريق الفحص المجهري الضوئي ، يبلغ سمكها حوالي 8 ميكرومتر ، أو ما يقرب من 1000 مرة أكثر سمكًا من غشاء البلازما. (الشكل 3.4.1)

يتكون غشاء البلازما بشكل أساسي من طبقة ثنائية من الفوسفوليبيد مع البروتينات والكربوهيدرات والجليكوليبيدات والبروتينات السكرية ، وفي الخلايا الحيوانية من الكوليسترول. كمية الكوليسترول في أغشية البلازما الحيوانية تنظم سيولة الغشاء وتتغير بناءً على درجة حرارة بيئة الخلية. بمعنى آخر ، يعمل الكوليسترول كمضاد للتجمد في غشاء الخلية وهو أكثر وفرة في الحيوانات التي تعيش في المناخات الباردة.

يتكون النسيج الرئيسي للغشاء من طبقتين من جزيئات الفسفوليبيد ، والنهايات القطبية لهذه الجزيئات (التي تبدو كمجموعة من الكرات في ترجمة فنان للنموذج) (الشكل 3.4.1) على اتصال مع سائل مائي داخل وخارج الخلية. وبالتالي ، فإن كلا سطوح غشاء البلازما محبة للماء. في المقابل ، فإن الجزء الداخلي من الغشاء ، بين سطحيه ، هو منطقة كارهة للماء أو غير قطبية بسبب ذيول الأحماض الدهنية. هذه المنطقة ليس لها جاذبية للماء أو الجزيئات القطبية الأخرى.

تشكل البروتينات ثاني أكبر مكون كيميائي لأغشية البلازما. يتم تضمين البروتينات المتكاملة في غشاء البلازما ويمكن أن تمتد عبر الغشاء كله أو جزء منه. قد تعمل البروتينات المتكاملة كقنوات أو مضخات لنقل المواد داخل الخلية أو خارجها. تم العثور على البروتينات المحيطية على الأسطح الخارجية أو الداخلية للأغشية ، متصلة إما ببروتينات متكاملة أو بجزيئات الفوسفوليبيد. قد تعمل كل من البروتينات المتكاملة والطرفية كإنزيمات ، أو كمرفقات هيكلية لألياف الهيكل الخلوي ، أو كجزء من مواقع التعرف على الخلية.

الكربوهيدرات هي المكون الرئيسي الثالث لأغشية البلازما. توجد دائمًا على السطح الخارجي للخلايا وترتبط إما بالبروتينات (التي تشكل البروتينات السكرية) أو بالدهون (التي تشكل الدهون السكرية). قد تتكون سلاسل الكربوهيدرات هذه من 2-60 وحدة أحادية السكاريد وقد تكون إما مستقيمة أو متفرعة. إلى جانب البروتينات المحيطية ، تشكل الكربوهيدرات مواقع متخصصة على سطح الخلية تسمح للخلايا بالتعرف على بعضها البعض.

التطور في العمل: كيف تصيب الفيروسات أعضاء معينة

يتم استغلال جزيئات بروتين سكري معينة مكشوفة على سطح أغشية الخلايا للخلايا المضيفة بواسطة العديد من الفيروسات لإصابة أعضاء معينة. على سبيل المثال ، فيروس نقص المناعة البشرية قادر على اختراق أغشية البلازما لأنواع معينة من خلايا الدم البيضاء تسمى الخلايا التائية المساعدة والوحيدات ، وكذلك بعض خلايا الجهاز العصبي المركزي. يهاجم فيروس التهاب الكبد خلايا الكبد فقط.

هذه الفيروسات قادرة على غزو هذه الخلايا ، لأن الخلايا لديها مواقع ربط على أسطحها استغلتها الفيروسات مع بروتينات سكرية محددة بنفس القدر في معاطفها (الشكل 3.4.2). يتم خداع الخلية بتقليد جزيئات غلاف الفيروس ، ويمكن للفيروس أن يدخل الخلية. تتفاعل مواقع التعرف الأخرى الموجودة على سطح الفيروس مع جهاز المناعة البشري ، مما يدفع الجسم إلى إنتاج الأجسام المضادة. تصنع الأجسام المضادة استجابة لمولدات المضادات (أو البروتينات المرتبطة بمسببات الأمراض الغازية). تعمل هذه المواقع نفسها كأماكن لتلتصق بها الأجسام المضادة ، وتقوم إما بتدمير أو تثبيط نشاط الفيروس. لسوء الحظ ، فإن هذه المواقع الخاصة بفيروس نقص المناعة البشرية يتم ترميزها بواسطة جينات تتغير بسرعة ، مما يجعل إنتاج لقاح فعال ضد الفيروس أمرًا صعبًا للغاية. يتطور عدد سكان الفيروس داخل الفرد المصاب بسرعة من خلال الطفرة إلى مجموعات سكانية مختلفة ، أو متغيرات ، تتميز بالاختلافات في مواقع التعرف هذه. هذا التغيير السريع في الواسمات السطحية الفيروسية يقلل من فعالية الجهاز المناعي للشخص في مهاجمة الفيروس ، لأن الأجسام المضادة لن تتعرف على الاختلافات الجديدة في الأنماط السطحية.

ملخص

يشار إلى الفهم الحديث لغشاء البلازما بنموذج الفسيفساء المائع. يتكون غشاء البلازما من طبقة ثنائية من الفوسفوليبيد ، مع ذيولها الأحماض الدهنية الكارهة للماء في اتصال مع بعضها البعض. منظر الغشاء مرصع بالبروتينات ، بعضها يمتد عبر الغشاء. تعمل بعض هذه البروتينات على نقل المواد داخل الخلية أو خارجها. ترتبط الكربوهيدرات ببعض البروتينات والدهون الموجودة على السطح المواجه للخارج من الغشاء. تشكل هذه المجمعات التي تعمل على تحديد الخلية للخلايا الأخرى. تدين الطبيعة السائلة للغشاء إلى تكوين ذيول الأحماض الدهنية ، ووجود الكوليسترول الموجود في الغشاء (في الخلايا الحيوانية) ، والطبيعة الفسيفسائية للبروتينات ومجمعات البروتين والكربوهيدرات ، والتي ليست ثابتة بشكل ثابت في مكان. تحيط أغشية البلازما حدود الخلايا ، ولكن بدلاً من أن تكون كيسًا ثابتًا ، فهي ديناميكية وفي حالة تدفق مستمر.

متعدد الخيارات

ما هو مكون غشاء البلازما الذي يمكن أن يوجد على سطحه أو مدمج في بنية الغشاء؟

أ. البروتين
ب. الكوليسترول
C. الكربوهيدرات
فوسفوليبيد

أ

ذيول الفسفوليبيدات لغشاء البلازما تتكون من _____ وهي _______؟

مجموعات الفوسفات. نافرة من الماء
مجموعات الأحماض الدهنية B. محبة للماء
مجموعات الفوسفات. محبة للماء
مجموعات الأحماض الدهنية. نافرة من الماء

د

إستجابة مجانية

لماذا من المفيد أن يكون غشاء الخلية سائلاً في الطبيعة؟

سيولة غشاء الخلية ضرورية لتشغيل بعض الإنزيمات وآليات النقل داخل الغشاء.

قائمة المصطلحات

نموذج الفسيفساء السائل
نموذج لبنية غشاء البلازما كفسيفساء من المكونات ، بما في ذلك الفوسفوليبيدات والكوليسترول والبروتينات والشحميات السكرية ، مما ينتج عنه صفة سائلة وليست ثابتة

يمكن أن تغير الحموضة خصائص غشاء الخلية

من بين جميع التقنيات المذهلة التي طورها البشر ، لم يضاهي أي منها تعقيد اللبنة الأساسية للطبيعة: الخلية الحية. ولن يكون أي من أنشطة الخلية ممكنًا بدون الأغشية الدهنية الرقيقة ، أو الطبقات الثنائية ، التي تفصل بين أجزائها وتنظم وظائفها.

لوحظت التغييرات في تغليف ذيول في شبكة سداسية ، مستطيلة- C ، أو مستطيلة- P عند مستويات مختلفة من الأس الهيدروجيني.

يعد فهم خصائص الطبقات الثنائية والتحكم فيها أمرًا حيويًا للتقدم في علم الأحياء والتكنولوجيا الحيوية. الآن ، حدد فريق متعدد التخصصات من الباحثين في جامعة نورث وسترن كيفية التحكم في تبلور الطبقات الثنائية عن طريق تغيير حموضة محيطهم.

ونُشر البحث في 24 سبتمبر / أيلول في وقائع الأكاديمية الوطنية للعلوم، يلقي الضوء على وظيفة الخلية ويمكن أن تمكن من تحقيق تقدم في توصيل الأدوية والتكنولوجيا المستوحاة من الأحياء.

قالت المؤلفة المشاركة مونيكا أولفيرا دي لا كروز ، أستاذة المحامي تايلور لعلوم وهندسة المواد ، الكيمياء ، و (عن طريق المجاملة) الهندسة الكيميائية والبيولوجية في كلية ماكورميك للهندسة في نورث وسترن. "عندما يمكن للكائنات الحية أن تتكيف ، فإنها تكون أكثر فاعلية. أردنا أن نجد مجموعة محددة من الظروف التي بموجبها يمكن للطبقات الثنائية ، التي تتحكم في جزء كبير من الخلية ، أن تتحول في الطبيعة." البحث ، الذي نُشر في 24 سبتمبر في وقائع الأكاديمية الوطنية للعلوم، يلقي الضوء على وظيفة الخلية ويمكن أن تمكن من تحقيق تقدم في توصيل الأدوية والتكنولوجيا المستوحاة من الأحياء. يعد فهم خصائص الطبقات الثنائية والتحكم فيها أمرًا حيويًا للتقدم في علم الأحياء والتكنولوجيا الحيوية. الآن ، حدد فريق متعدد التخصصات من الباحثين في جامعة نورث وسترن كيفية التحكم في تبلور الطبقات الثنائية عن طريق تغيير حموضة محيطهم.

من خلال الاستفادة من الشحنة الموجودة في مجموعات رؤوس الجزيئات ، طور باحثو جامعة نورث وسترن طريقة جديدة لتعديل الخصائص الفيزيائية للغشاء. بدأوا بالتجميع المشترك لجزيئات ديليسين (+2) وكربوكسيلات (-1) أمفيفيل ذات أطوال مختلفة من الذيل في أغشية ثنائية الطبقة عند مستويات مختلفة من الأس الهيدروجيني ، مما أدى إلى تغيير الشحنة الفعالة للرؤوس. تتكون الطبقات الثنائية من طبقتين من جزيئات البرمائيات - جزيئات لها خصائص محبة للماء وكراهية للماء - تشكل قشرة بلورية حول محتوياتها. على شكل مصاصة ، تمتلك جزيئات البرمائيات رأسًا مشحونًا محبًا للماء (محب للماء) وذيل مقاوم للماء (كاره للماء) تصطف الجزيئات التي تشكل كل طبقة من الذيل إلى الذيل مع تشكل الرؤوس الجزء الخارجي من الغشاء. تحدد كثافة الجزيئات وترتيبها مسامية الغشاء وقوته وخصائص أخرى.

بعد ذلك ، باستخدام تقنية تشتت الأشعة السينية في فريق الوصول التعاوني DuPont-Northwestern-Dow (DND-CAT) في مصدر الفوتون المتقدم بمختبر أرجون الوطني ، قام الباحثون بتحليل التبلور الناتج عن جزيئات الطبقة الثنائية.

(لإنتاج صور بالمجهر الإلكتروني لهياكل الأغشية ، قام الباحثون سابقًا بتجميدها ، ولكن هذه العملية تتطلب عمالة مكثفة وتغير الدقة الهيكلية ، مما يجعلها أقل أهمية لفهم تجميع الغشاء وسلوكه في ظل الظروف الفسيولوجية كما يتم إجراؤها داخل جسم الإنسان .)

وجد باحثو نورث وسترن أن معظم الجزيئات لا تستجيب لتغير الحموضة. لكن أولئك الذين يمتلكون طول ذيل حرج - وهو مقياس يرتبط بمستوى الجزيئات من hydrophylia - تغيرت شحنة رؤوس الجزيئات إلى حد تحول تبلورها ثنائي الأبعاد من شبكة مستطيلة الشكل دورية (تم العثور عليها في المزيد من الحلول الأساسية) لشبكة سداسية (توجد في المزيد من المحاليل الحمضية). تكون الأصداف ذات التماثل الأعلى ، مثل الشكل السداسي ، أقوى وأقل هشاشة من تلك ذات التماثل الأقل. أدى التغيير في الأس الهيدروجيني أيضًا إلى تغيير سمك الطبقات الثنائية وانضغاط الجزيئات.

يمكن أن يساعد تغيير كثافة الجزيئات وتباعدها داخل الأغشية الباحثين على التحكم في التغليف وإطلاق كفاءة الجزيئات داخل الحويصلة.


كيمياء وبيولوجيا فوسفاتيديلينوسيتول 4-فوسفات في غشاء البلازما

الفوسفوينوسيتيدات هي فئة مهمة من أنيونية ، منخفضة الوفرة إشارات الدهون الموزعة في جميع أنحاء الأغشية داخل الخلايا. يحتوي غشاء البلازما على ثلاثة فوسفوينوسيتيدات: PI (4) P ، PI (4،5)ص2، و PI (3،4،5)ص3. من بين هؤلاء ، ظل PI (4) P هو الأكثر غموضًا ، على الرغم من توصيفه في هذا الغشاء منذ أكثر من نصف قرن. لحسن الحظ ، حفزت الابتكارات المنهجية الحديثة في واجهة الكيمياء والبيولوجيا نهضة الاهتمام بـ PI (4) P. هنا ، نصف هذه الأدوات الجديدة وكيف كشفت عن وظائف جديدة لغشاء البلازما PI (4) P. pool. ندرس التوصيف الهيكلي عالي الدقة لمركب غشاء البلازما PI 4-kinase الذي ينتج PI (4) P ، وأدوات لتعديل مستويات PI (4) P بما في ذلك مثبطات PI 4-kinase الانتقائية isoform ، وتحقيقات الفلورسنت لتصور PI ( 4) ص. بشكل جماعي ، كشفت هذه الأساليب الكيميائية والبيوكيميائية عن رؤى ثاقبة حول كيفية تنظيم الخلايا لتخليق PI (4) P ومستقلباته النهائية بالإضافة إلى الأدوار الجديدة لغشاء البلازما PI (4) P في نقل الدهون غير الحويصلي ، وتوازن الغشاء والاتجار ، ومسارات إشارات الخلية.


مسبار توتر الغشاء الفلوري

يتم تحديد الخلايا والعضيات بواسطة طبقات ثنائية للدهون تكون فيها القابلية العالية للتشوه ضرورية للعديد من عمليات الخلايا ، بما في ذلك الحركة والالتقام الخلوي وانقسام الخلايا. وبالتالي فإن توتر الغشاء هو منظم رئيسي لعمليات الخلية التي تعيد تشكيل الأغشية ، وإن كان من الصعب جدًا قياسها في الجسم الحي. نوضح هنا أن مسبار الفلورسنت القابل للدفع والسحب المسمى FliptR (مراسل شد الدهون الفلورية) يمكنه مراقبة التغيرات في توتر الغشاء عن طريق تغيير عمر الفلورة كدالة للالتواء بين مجموعات الفلورسنت. يعتمد عمر التألق خطيًا على توتر الغشاء داخل الخلايا ، مما يتيح تحديدًا كميًا سهلًا لتوتر الغشاء عن طريق التصوير المجهري مدى الحياة. نوضح أيضًا ، باستخدام أغشية النموذج ، أن هذه التبعية الخطية بين عمر المسبار وتوتر الغشاء تعتمد على فصل طور الدهون المعتمد على التوتر الغشائي. نوفر أيضًا منحنيات المعايرة التي تتيح قياسًا دقيقًا لشد الغشاء باستخدام التصوير المجهري مدى الحياة.

بيان تضارب المصالح

يعلن المؤلفون عدم وجود تضارب المصالح المالية وغير المالية.

الأرقام

الشكل 1. مسبار FliptR.

الشكل 1. مسبار FliptR.

( أ ) التركيب الكيميائي. رابطة الكربون التي حولها ...

الشكل 2. تتوافق فترات حياة FliptR المختلفة مع ...

الشكل 2. تتوافق أعمار FliptR المختلفة مع التركيبات الدهنية المختلفة في الخلايا.

الشكل 3. استجابة عمر مضان FliptR ...

الشكل 3. استجابة عمر مضان FliptR للصدمات التناضحية على الخلايا و GUVs.

(أ) صور FLIM لـ MDCK و GUVs (POPC: SM: CL 57:14:29) في المخزن المؤقت متساوي التناسق ، وبعد الصدمات المفرطة أو ناقصة النمو. (ب) FliptR عمر التألق τ1 كدالة للضغط الاسموزي Π تطبق على خلايا هيلا (، المنحدر hypo = -0.27 ± 0.13 ns · Osm –1 ، فرط الانحدار: -0.59 ± 0.04 ns · Osm –1 ، المتوسط ​​± SD كما في باقي القياسات ، N = 20) ، خلايا MDCK (، المنحدر hypo = -0.50 ± 0.33 ns · Osm –1 ، فرط المنحدر: -0.88 ± 0.07 ns · Osm –1 ، N = 6) و GUVs (، المنحدر hypo = -0.19 ± 0.18 ns · Osm –1 ، فرط المنحدر: -0.22 ± 0.03 ns · Osm –1، N = 4) ، مع ملاءمة منحنى خطي ، يمثل الخط الأسود الحالة الأولية. (ج) لربط الضغط الأسموزي Π مع توتر الغشاء σ، تم توصيل الخلايا بملاقط بصرية من خلال الأنابيب النانوية الدهنية المسحوبة ، و σ تم حسابه من قوة الأنبوب المقاسة استجابة للصدمات التناضحية المطبقة. (د) FliptR عمر التألق τ1 كدالة لتوتر الغشاء σ بالصدمات التناضحية على هيلا (، انحدار المنحدر = 0.26 ± 0.06 نانوثانية · م · م · ن -1 ، فرط المنحدر: 0.78 ± 0.14 نانوثانية · م · م · ن -1 ، N = 7) وخلايا MDCK (، المنحدر hypo = 0.16 ± 0.07 ns · m · mN –1 ، المنحدر المفرط: 2.38 ± 0.18 ns · m · mN –1، N = 11) مع أنابيب مسحوبة متصلة بملاقط بصرية (ج) ، مع ملاءمة النطاق الخطي قبل بداية التشبع أعلاه τ1 = 5.5 نانوثانية).

الشكل 4. التغييرات الهيكلية المحتملة للدهون ...

الشكل 4. التغيرات الهيكلية المحتملة في الأغشية الدهنية ثنائية الطبقة استجابةً للتوتر الذي أبلغ عنه ...

الشكل 5. استجابة عمر FliptR لـ ...

الشكل 5. استجابة عمر FliptR للتوتر الغشائي في GUVs مع وبدون طور ...


فارناي ، ب. وآخرون. ربط دهن الإينوزيتول وتوطين الغشاء لمجالات التماثل البليكسترين المعزولة (PH). دراسات على مجالات PH من phospholipase C delta 1 و p130. J. بيول. تشيم. 277, 27412–27422 (2002).

ليفين ، ت. & amp Munro، S. يتضمن استهداف مجالات التماثل الخاصة بجولجي كلا من المكونات المعتمدة على PtdIns 4-kinase والمستقلة. بالعملة. بيول. 12, 695–704 (2002).

غودي ، إيه وآخرون. تتحكم FAPPs في حركة غشاء سطح Golgi إلى خلية عن طريق ربط ARF و PtdIns (4) P. خلية الطبيعة بيول. 6, 393–404 (2004).

Malecz، N. et al. Synaptojanin 2 ، مستجيب جديد لـ Rac1 ينظم الالتقام الخلوي بوساطة الكلاذرين. بالعملة. بيول. 10, 1383–1386 (2000).

غودي ، إيه وآخرون. يتوسط ARF في توظيف PtdIns-4-OH kinase-beta ويحفز توليف PtdIns (4،5) P2 في مجمع Golgi. خلية الطبيعة بيول. 1, 280–287 (1999).

كريستوفوريديس ، إس وآخرون. كينازات فوسفاتيديلينوسيتول-3-أوه هي مؤثرات Rab5. خلية الطبيعة بيول. 1, 249–252 (1999).

دونالدسون ، ج. أدوار متعددة لـ Arf6: الفرز والهيكلة والتأشير في غشاء البلازما. J. بيول. تشيم. 278, 41573–41576 (2003).

أيكاوا ، واي. & أمبير مارتن ، تي إف. ينظم ARF6 تجمع غشاء البلازما من فوسفاتيديلينوسيتول (4،5) بيسفوسفات اللازمة لتنظيم خروج الخلايا. J. خلية بيول. 162, 647–659 (2003).

Simonsen، A. et al. يربط EEA1 وظيفة PtdIns (3) K بتنظيم Rab5 للانصهار الداخلي. طبيعة سجية 394, 494–498 (1998).

كريمونا ، O. & amp De Camilli ، P. Phosphoinositides في حركة الغشاء عند المشبك. J. خلية علوم. 114, 1041–1052 (2001).

Gaidarov ، I. ، Smith ، ME ، Domin ، J. & amp Keen ، J.H. يتم تنشيط الفئة الثانية من فوسفوينوسيتيد 3-كيناز C2alpha بواسطة الكلاذرين وينظم تهريب الغشاء بوساطة الكلاذرين. مول. زنزانة 7, 443–449 (2001).

Kihara ، A. ، Kabeya ، Y. ، Ohsumi ، Y. & amp Yoshimori ، T. Beclin-phosphatidylinositol وظائف معقدة 3-كيناز في عبر-شبكة جولجي. ممثل EMBO. 2, 330–335 (2001).

De Matteis، M.، Godi، A. & amp Corda، D. Phosphoinositides ومركب Golgi. بالعملة. رأي. خلية بيول. 14, 434–447 (2002).

مارتن ، ت. PtdIns (4،5) P (2) تنظيم حركة الأغشية السطحية. بالعملة. رأي. خلية بيول. 13, 493–499 (2001).

بوتيلو ، آر جيه. وآخرون. تغييرات موضعية ثنائية الطور في فوسفاتيديلينوسيتول-4،5-بيسفوسفات في مواقع البلعمة. J. خلية بيول. 151, 1353–1368 (2000).

فييرا ، أو في. وآخرون. أدوار مميزة للفئة الأولى والفئة الثالثة من فوسفاتيديلينوسيتول 3-كينازات في تكوين البلعوم والنضج. J. خلية بيول. 155, 19–25 (2001).

جيلولي ، دي جي. وآخرون. توطين phosphatidylinositol 3-phosphate في الخميرة وخلايا الثدييات. EMBO J. 19, 4577–4588 (2000).

ميشرا ، س. وآخرون. يعرض Disabled-2 خصائص محول clathrin الداخلي الانتقائي للبضائع. EMBO J. 21, 4915–4926 (2002).

نيشيكاوا ، ك وآخرون. رابطة بروتين كيناز Cmu مع النوع الثاني من فوسفاتيديلينوسيتول 4-كيناز والنوع الأول فوسفاتيديلينوسيتول-4-فوسفات 5-كيناز. J. بيول. تشيم. 273, 23126–23133 (1998).

هاو ، دبليو وآخرون. تنظيم وظيفة AP-3 بواسطة inositides. تحديد phosphatidylinositol 3،4،5-trisphosphate باعتباره يجند قوي. J. بيول. تشيم. 272, 6393–6398 (1997).

فورد ، إم جي. وآخرون. انحناء الحفر المكسوة بالكلاذرين التي يقودها إبسين. طبيعة سجية 419, 361–366 (2002).

ماتسوكا ، ك وآخرون. تشكيل حويصلة مغلفة بـ COPtdInsI معاد تكوينها ببروتينات الغلاف المنقى والجسيمات الشحمية المحددة كيميائيا. زنزانة 93, 263–275 (1998).

تشودري ، إيه وآخرون. تفاعل محدد لبروتين جولجي قسيم الغلاف ألفا-كوب مع فوسفاتيديلينوسيتول 3،4،5-تريسفوسفات. J. بيول. تشيم. 273, 8344–8350 (1998).

وانج ، واي جيه وآخرون. ينظم Phosphatidylinositol 4 phosphate استهداف مجمعات محول clathrin AP-1 إلى Golgi. زنزانة 114, 299–310 (2003).

ميلز ، آي جي. وآخرون. EpsinR: بروتين متفاعل AP1 / clathrin يشارك في تهريب الحويصلة. J. خلية بيول. 160, 213–222 (2003).

Verstreken ، P. وآخرون. يتم تجنيد Synaptojanin بواسطة الإندوفيلين لتعزيز الحويصلة المشبكية غير المطلية. عصبون 40, 733–748 (2003).

Schuske ، K.R. وآخرون. الإندوفيلين مطلوب من أجل الالتقام الخلوي الحويصلي المشبكي عن طريق توطين synaptojanin. عصبون 40, 749–762 (2003).

تيريبيزنيك ، إم آر وآخرون. القضاء على الخلايا المضيفة PtdIns (4،5) P (2) بواسطة SigD البكتيري يعزز الانشطار الغشائي أثناء الغزو بواسطة السالمونيلا. خلية الطبيعة بيول. 4, 766–773 (2002).

روزيل ، أل وآخرون. يحث فوسفاتيديلينوسيتول 4،5-بيسفوسفات على الحركة القائمة على الأكتين للحويصلات المخصبة من خلال WASP-Arp2 / 3. بالعملة. بيول. 10, 311–320 (2000).

Klopfenstein ، D.R. ، Tomishige ، M. ، Stuurman ، N. & amp Vale ، R.D. دور منظمة phosphatidylinositol (4،5) bisphosphate في النقل الغشائي بواسطة محرك كينيسين Unc104. زنزانة 109, 347–358 (2002).

Christoforidis، S.، McBride، H.M.، Burgoyne، R.D. & amp Zerial، M. يعتبر مستجيب Rab5 EEA1 مكونًا أساسيًا لرسو الجسيمات الداخلية. طبيعة سجية 397, 621–625 (1999).

ماير ، إيه وآخرون. ينظم Phosphatidylinositol 4،5-bisphosphate خطوتين من الانصهار فجوة النمط المتماثل. مول. بيول. زنزانة 11, 807–817 (2000).

Boeddinghaus ، C. ، Merz ، A.J. ، Laage ، R. & amp Ungermann ، C. مطلوب دورة من إطلاق Vam7p من و PtdIns 3-P المعتمد على فجوة الخميرة من أجل اندماج فجوة نموذجي. J. خلية بيول. 157, 79–89 (2002).

غودي ، إيه وآخرون. ينظم عامل ربط الريبوسيل ADP ارتباط الطيف بمركب جولجي. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 95, 8607–8612 (1998).

Randazzo ، P.A. ، Nie ، Z. ، Miura ، K. & amp Hsu ، V.W. الجوانب الجزيئية للأنشطة الخلوية لعوامل ADP-ribosylation. علوم. STKE 59، DOI: 10.1126 / stke.2000.59.re1 (2000).

زينج ، جيه وآخرون. تحديد موقع الارتباط للفوسفوليبيدات الحمضية في مجال الأس الهيدروجيني للدينامين: الآثار المترتبة على تحفيز نشاط GTPase. جيه مول. بيول. 255, 14–21 (1996).

Kutateladze، T. & amp Overduin، M. الآلية الهيكلية لرسو الجسيمات الداخلية بواسطة مجال FYVE. علم 291, 1793–1796 (2001).

شيفر ، م. وآخرون. يستهدف تفاعل مجال Phox مع PtdIns (3) P Vam7 t-SNARE لأغشية الفراغ. خلية الطبيعة بيول. 3, 613–618 (2001).

دوماس ، ج. وآخرون. الاستهداف الداخلي متعدد التكافؤ بواسطة EEA1 المثلي. مول. زنزانة 8, 947–958 (2001).

ماو ، واي وآخرون. التركيب البلوري لمجالات VHS و FYVE الترادفية لـ Hrs ، وهو بروتين يشارك في تهريب الأغشية ونقل الإشارة. زنزانة 100, 447–456 (2000).

Misra، S. & amp Hurley، J.H. التركيب البلوري لعزر استهداف الغشاء الخاص بالفوسفاتيديلينوسيتول 3-فوسفات ، مجال FYVE الخاص بـ Vps27p. زنزانة 97, 657–666 (1999).

برافو ، ج. وآخرون. التركيب البلوري لمجال PX من p40 (phox) المرتبط بـ phosphatidylinositol 3-phosphate. مول. زنزانة 8, 829–839 (2001).

إيتوه ، ت. وآخرون. دور مجال ENTH في ربط phosphatidylinositol-4،5-bisphosphate و endocytosis. علم 291, 1047–1051 (2001).

فورد ، إم جي. وآخرون. الارتباط المتزامن لـ PtdIns (4،5) P2 و clathrin بواسطة AP180 في نواة شعرية clathrin على الأغشية. علم 291, 1051–1055 (2001).

فارساد ، ك. & أمبير دي كاميلي ، P. آليات تشوه الغشاء. بالعملة. رأي. خلية بيول. 15, 372–381 (2003).

تنظم إشارات Petiot و A. و Faure و J. و Stenmark و H. & amp Gruenberg و J. PtdIns3P فرز المستقبلات ولكنها لا تنظم النقل في المسار الداخلي. J. خلية بيول. 162, 971–979 (2003).

Suchy، S.F.، Olivos-Glander، IM & amp Nussabaum، R.L. Lowe syndrome، a defosphatidylinositol 4،5-bisphosphate 5-phosphatase in the Golgi device. همم. مول. جينيه. 4, 2245–2250 (1995).

Wishart و M.J. & amp Dixon و J.E. PTEN و myotubularin phosphatases: من 3-phosphoinositide dephosphorylation إلى المرض. اتجاهات خلية بيول. 12, 579–585 (2002).

Dang ، H. ، Li ، Z. ، Skolnik ، E.Y. & أمبير فارس ، H. تعمل الأنبوب العضلي المرتبط بالأمراض في حركة الخلايا الداخلية في أنواع معينة انيقة. مول. بيول. زنزانة 15, 189–196 (2004).

ناجا براساد ، S.V. وآخرون. ينظم Phosphoinositide 3-kinase الالتقام الخلوي لمستقبلات بيتا 2 الأدرينالية عن طريق توظيف AP-2 في مجمع المستقبلات / بيتا الموقوف. J. خلية بيول. 158, 563–575 (2002).

أريكو ، إس وآخرون. ينظم مثبط الورم PTEN بشكل إيجابي الالتهاب الكلي عن طريق تثبيط مسار phosphatidylinositol 3-kinase / بروتين كيناز B. J. بيول. تشيم. 276, 35243–35246 (2001).

ووكر ، إس إم ، داونز ، سي بي. & amp Leslie، N.R. TPtdInsP: فوسفوينوزيتيد 3-فوسفاتيز جديد. بيوتشيم. ج. 360, 277–283 (2001).

وو ، واي وآخرون. PTEN 2 ، وهو متماثل خاص بالخصية مرتبط بجولجي من فوسفاتيز الدهون المثبط للورم PTEN. J. بيول. تشيم. 276, 21745–21753 (2001).

Pendaries ، C. ، Tronchere ، H. ، Plantavid ، M. & amp Payrastre ، B. اضطرابات إشارات Phosphoinositide في الأمراض البشرية. FEBS ليت. 546, 25–31 (2003).

نوريس ، FA ، ويلسون ، MP ، واليس ، TS ، Galyov ، E.E. & amp Majerus ، P.W. SopB ، وهو بروتين ضروري لضراوة السالمونيلا دبلن، هو فوسفاتيز إينوزيتول. بروك. ناتل أكاد. علوم. الولايات المتحدة الأمريكية 95, 14057–14059 (1998).

Vergne، I.، Chua، J. & amp Deretic، V. السل الفطري توقيف نضج البلعوم: استهداف انتقائي لتهريب الغشاء المعتمد على PtdIns3P. مرور 4, 600–606 (2003).

Simonsen، A.، Wurmser، A.E.، Emr، S.D. & amp Stenmark، H. دور phosphoinositides في نقل الغشاء. بالعملة. رأي. خلية بيول. 13, 485–492 (2001).

شو ، بي في. وآخرون. Phosphatidylinositol 3-kinase المشفر بواسطة الخميرة VPS34 الجين الضروري لفرز البروتين. علم 260, 88–91 (1993).

فورو ، ماجستير وآخرون. Rabip4؟ هو مؤثر للرب 5 و Rab4 وينظم النقل من خلال الإندوسومات المبكرة. مول. بيول. زنزانة 15, 611–624 (2004).

Xu ، Y. ، Hortsman ، H. ، Seet ، L. ، Wong ، S.H. & amp Hong، W. SNX3 ينظم الوظيفة داخل الجسم من خلال تفاعله بوساطة مجال PX مع PtdIns (3) P. خلية الطبيعة بيول. 3, 658–666 (2001).

Rudge ، S.A. ، Anderson ، D.M. & amp Emr، S.D. التحكم في حجم الفراغ: تنظيم مستويات PtdIns (3،5) P2 بواسطة مجمع Vac14 – Fig4 المرتبط بالفجوة ، وهو فوسفاتاز خاص بـ PtdIns (3،5) P2. مول. بيول. زنزانة 15, 24–36 (2003).

Panaretou، C. & amp Tooze، S.A تنظيم وتوظيف phosphatidylinositol 4-kinase على حبيبات إفرازية غير ناضجة مستقلة عن عامل ADP-ribosylation 1. بيوتشيم. ج. 363, 289–295 (2002).

Bankaitis ، V.A. ، Aitken ، J.R. ، Cleves ، A.E. & amp Dowhan ، W. دور أساسي لبروتين نقل الفوسفوليبيد في خميرة Golgi. طبيعة سجية 347, 561–562 (1990).


العمارة الغشائية

الأغشية حيوية لأنها تفصل الخلية عن العالم الخارجي. كما يقومون أيضًا بفصل مقصورات داخل الخلية لحماية العمليات والأحداث المهمة.

للأغشية الخلوية وظائف متنوعة في مناطق وعضيات الخلية المختلفة. ومع ذلك ، على المستوى المجهري الإلكتروني ، فإنهم يتشاركون في بنية مشتركة بعد خطوات تحضيرية روتينية. يوضح الشكل أعلاه غشاء "الوحدة" النموذجي. الذي يشبه مسار سكة حديد بخطين كثيفين يفصل بينهما مسافة واضحة. يوضح هذا الشكل في الواقع غشاءين بلازما متجاورين ، وكلاهما لهما بنية "غشاء الوحدة".

(الشكل أعلاه مأخوذ من Bloom and Fawcett ، كتاب علم الأنسجة ، Chapman and Hall ، NY ، الطبعة الثانية عشر ، 1994 ، الشكل 1-2.)

للتحضير لهذا الجزء من المناقشة حول الأغشية ، اقرأ الصفحات 477-488 من النص الخاص بك

(ألبرتس وآخرون. البيولوجيا الجزيئية للخلية ، جارلاند للنشر ، نيويورك الطبعة الثالثة ، 1994.)

كيف استنتج علماء بيولوجيا الخلية الأوائل بنية الغشاء من الصور المجهرية الإلكترونية ومعرفة أن الأغشية عبارة عن معقدات بروتينية دهنية؟

لاحظ المادة البارزة من غشاء البلازما داخل وخارج الخلية. ما رأيك هذا؟ أيضًا ، يوجد خارج الخلية في النصف العلوي من الصورة. هل يمكنك العثور على حويصلة ذات هيكل غشاء وحدة؟

منظور تاريخي

في أوائل ثلاثينيات وأربعينيات القرن العشرين ، درس دانييلي ودافسون طبقات الدهون الثلاثية على سطح الماء. ووجدوا أنهم رتبوا أنفسهم مع توجيه الرؤوس القطبية للخارج. ومع ذلك ، فقد شكلوا دائمًا قطرات (زيت في الماء) وكان التوتر السطحي أعلى بكثير من توتر الخلايا. ومع ذلك ، إذا أضفت البروتينات ، فإن التوتر السطحي ينخفض ​​ويتم تسطيح الأغشية.

فيما يلي رسم تخطيطي لنموذجهم المبكر لغشاء الخلية.

ما هي وظائف الغشاء التي قد يسمح بها هذا النموذج؟

في الخمسينيات من القرن الماضي ، لاحظ روبرتسون بنية الأغشية التي شوهدت في الصور المجهرية الإلكترونية أعلاه. لم ير أي فراغات للمسام في الصور المجهرية الإلكترونية. افترض أن مظهر مسار السكة الحديد جاء من ارتباط رابع أكسيد الأوزميوم بالبروتينات والمجموعات القطبية للدهون.

ما الذي ينقص نموذج روبرتسون؟

في عام 1966 ، لاحظ لينارد وسينجر أن أكثر من 30٪ من بروتينات الغشاء ملتوية في لولب ألفا. هذا جعل من المحتمل وجود العديد من البروتينات الكروية.

هل يمكن بناء نموذج دافسون-دانييلي أو روبرتسون ببروتينات كروية؟ ماذا سيحدث لحجم الغشاء؟

علاوة على ذلك ، ماذا سيحدث إذا كشفت البروتينات ، وتعريض المجموعات غير القطبية (السلاسل الجانبية للأحماض الأمينية الكارهة للماء) للبيئة المائية؟

ما نوع الطاقة التي يجب على الخلية إنفاقها للحفاظ على البروتينات مسطحة في هذه الحالة؟

درس سنجر طبقات ثنائية الفسفوليبيد ووجد أنها يمكن أن تشكل سطحًا مفلطحًا على الماء ، دون الحاجة إلى طبقة بروتينية. جاءت نقطة التحول في النمذجة مع ظهور تقنيات كسر التجميد. يوضح هذا الشكل الجزء الداخلي من الغشاء و "النتوءات والأخاديد والتلال". تم العثور على هذه فيما بعد على أنها بروتينات.

ما هي الاستنتاجات التي يمكنك استخلاصها حول بنية الغشاء من الصورة إلى اليسار؟

الغشاء الأساسي هندسة معمارية سيكون الغرض من هذا العرض هو إظهار كيفية دراسة الأغشية بواسطة عالم الأحياء الخلوي. أولاً ، سننظر في بنية غشاء الوحدة الأساسية. تحتوي جميع الأغشية على البروتينات والدهون. ومع ذلك ، فإن نسبة كل منها تختلف باختلاف الغشاء. على سبيل المثال: يحتوي الميالين ، الذي يعزل الألياف العصبية ، على 18٪ بروتين و 76٪ دهون. يوجد صورة مجهرية إلكترونية للميلين على اليمين ، ويحتوي الغشاء الداخلي للميتوكوندريا على 76٪ بروتين و 24٪ دهون فقط. تحتوي أغشية البلازما لخلايا الدم الحمراء البشرية وكبد الفأر على كميات متساوية تقريبًا من البروتينات (44 ، 49٪ على التوالي) والدهون (43 ، 52٪ على التوالي). بالنظر إلى ما تعرفه بالفعل عن هذه الخلايا أو العضيات ، ما أهمية هذه النسب المختلفة من الدهون والبروتينات؟

كما قلنا أعلاه ، فإن بنية الغشاء هي طبقة ثنائية الدهون. الدهون هي amphipathic لأنها تحتوي على رؤوس قطبية محبة للماء تشير إلى الخارج والجزء الكارثي للماء يشكل اللب.

بالإضافة إلى هذا الشكل ، تحقق من النص الخاص بك (Alberts et al ، Molecular Biology of the Cell ، الطبعة الثالثة ، Garland Publishing ، NY 1994) في الصفحة 55 للحصول على رسم كاريكاتوري لطبقة دهنية ثنائية مكونة من الدهون الفوسفورية والجليكوليبيد. هذه الأشكال مأخوذة من النص الخاص بك ، الشكل 10-1 ، الصفحة 477. البروتينات مضمنة في الطبقة الثنائية. قد تمر عبر الطبقة الثنائية (كبروتينات الغشاء) ، أو قد يتم إدخالها في السيتوبلازم أو الوجه الخارجي.

يظهر مقطع عرضي للطبقة الثنائية في هذا الشكل. كما سنرى بمزيد من التفصيل أدناه ، فإن جزيئات الدهون لها رأس كروي (قطبي) ومنطقة مستقيمة (غير قطبية). كل صف من الدهون هو نشرة. لذلك ، يتكون غشاء البلازما من وريقتين مع المناطق غير القطبية التي تشير إلى الداخل.

لنفكك الغشاء ونفحص كل مكون من مكوناته. أحد الأنواع الرئيسية للدهون في الغشاء تشمل الفوسفوليبيد. هذه لها مجموعة رأس قطبية وذيلان هيدروكربونيان. يظهر مثال على فوسفوليبيد في هذا الشكل (يمين). المنطقة العليا التي تبدأ بـ NH3 هي المجموعة القطبية. وهو متصل بواسطة الجلسرين بذيول من الأحماض الدهنية. أحد الذيلان عبارة عن سلسلة من الأحماض الدهنية المستقيمة (مشبعة). الآخر لديه شبك في الذيل بسبب رابطة مزدوجة رابطة الدول المستقلة (غير مشبعة). يؤثر هذا الالتواء على التعبئة والحركة في المستوى الجانبي للغشاء. تم تعديل الشكل الموجود على اليسار من

ألبرتس وآخرون. البيولوجيا الجزيئية للخلية ، جارلاند للنشر ، نيويورك ، 1994 ، الطبعة الثالثة ، الشكل 10-10.

الرقم أدناه من Wolfe S.L. ، البيولوجيا الجزيئية والخلوية ، شركة Wadsworth Publishing Company ، 1993 ، ص 155.

يوضح الشكل الموجود في هذه الفقرة كيف يتم تجميع الدهون الفسفورية معًا في المنشورين في الغشاء. إن وجود الرابطة المزدوجة لرابطة الدول المستقلة يمنع التغليف المحكم ويجعل من الصعب تجميد الطبقة الثنائية. الرقم المعدل من

ألبرتس وآخرون. Molecular Biology of the Cell, Garland Publishing, N.Y., 1994, Third Edition, Figure 10-7.

The lipid bilayer gives the membranes its fluid characteristics. The following cartoon shows the effect of temperature on the packing of the hydrocarbons. Note that a low temperatures, the bilayer is in a gel state and tightly packed. At higher (body) temperatures, the bilayer actually "melts' and the interior is fluid allowing the lipid molecules to move around, rotate, exchange places. This also allows movement of other components of the membrane. The figure below is from Wolfe S.L., Molecular and Cellular Biology, Wadsworth Publishing Company, 1993.

Membrane Cholesterol

Another type of lipid in the membrane is cholesterol. The amount of cholesterol may vary with the type of membrane. Plasma membranes have nearly one cholesterol per phospholipid molecule. Other membranes (like those around bacteria) have no cholesterol. The following figure shows the steroid structure of cholesterol. The non-polar and polar regions are also illustrated in b) (Figure modified from

Alberts et al. Molecular Biology of the Cell, Garland Publishing, N.Y., 1994, Third Edition, Figure 10-8.

The cholesterol molecule inserts itself in the membrane with the same orientation as the phospholipid molecules. The figures show phospholipid molecules with a cholesterol molecule inbetween. Note that the polar head of the cholesterol is aligned with the polar head of the phospholipids. Figure modified from

Alberts et al. Molecular Biology of the Cell, Garland Publishing, N.Y., 1994, Third Edition, Figure 10-9 or

Wolfe S.L., Molecular and Cellular Biology, Wadsworth Publishing Company, 1993 (figure below).

Cholesterol molecules have several functions in the membrane:

  • They immobilize the first few hydrocarbon groups of the phospholipid molecules. This makes the lipid bilayer less deformable and decreases its permeability to small water-soluble molecules. Without cholesterol (such as in a bacterium) a cell would need a cell wall.
  • Cholesterol prevents crystallization of hydrocarbons and phase shifts in the membrane.

Membrane Glycolipids

Glycolipids are also a constituent of membranes. In this figure, they are shown as blue sugar groups projecting into the extracellular space. They may microaggregate in the membrane. These components of the membrane may be protective, insulators, and sites of receptor binding. Among the molecules bound by glycososphingolipids include cell poisons such as cholera and tetanus toxins. The lower figure shows the chemical structure of two examples of glycososphingolipids.

Top Figure modified from Alberts et al. Molecular Biology of the Cell, Garland Publishing, N.Y., 1994, Third Edition, Figure 10-11.

Formation of "Microdomains"

Sphingolipids and cholesterol work together to help cluster proteins in a region called a "microdomain". They function as "rafts" or platforms for the attachment of proteins as membranes are moved around the cell and also during signal transduction. For more information about the rafts and "microdomains" see: Simons and Ikonen, Nature 387: 569, 1997. Also, R.E. Brown, J. Cell Science 111: 1-9, 1998

Membrane Proteins

As you study different organelles, you will learn about important membrane proteins that function for that particular organelle.

Transmembrane proteins are amphipathic, in that they have hydrophobic and hydrophilic regions that are oriented in the same regions in the lipid bilayer . Another name for them is "integral proteins". Other types of proteins may be linked only at the cytoplasmic surface (by attachment to a fatty acid chain), or at the external cell surface, attached by a oligosaccharide. Or, these non-transmembrane proteins may be bound to other membrane proteins. Collectively these are called "peripheral membrane proteins" .

We will be studying specific membrane proteins in later lectures (ion channels, proteins in endoplasmic reticulum, etc). Therefore, this presentation will not spend much time on them. Review pp 486 and 487 in your text for information on insertion of a transmembrane proteins. Proteins inserted once through the membrane are called "single-pass transmembrane proteins." Those that pass through several times are called "multipass transmembrane proteins". They form loops outside the membrane Later lecturers will spend more time on this as key proteins are introduced.


مناقشة

Understanding how the nanoscale structure of biological systems relates to function is a challenging, ongoing pursuit. One difficulty is that only a few probes are capable of directly interrogating structure at this scale: electrons, X-rays, and neutrons. Electrons have enjoyed the widest application in cell biology, and EM remains the single most powerful tool for studying cellular ultrastructure. بالنظر إلى ب. subtilis membrane, a cryo-EM study of sectioned, freeze-substituted cells provided a striking picture of the cellular architecture, including the cell wall.[56] However, the structure of the plasma membrane was not well determined, and its thickness was estimated at 66 ± 8 Å, a surprisingly large value. Our results complement this EM picture of the cell envelope by providing a high-resolution hydrophobic thickness determination obtained under physiological conditions.

X-ray and neutron scattering have been widely used for studying the structure of model membranes composed of defined lipid mixtures[3–5,28,29,46] or natural lipid extracts.[6–12] X-ray scattering has also been used recently for the ex vivo study of cellular membranes,[6] but its application to intact cells is confounded by the issue of background scattering from water and biomolecules. Neutron scattering uniquely provides a solution to the background problem in the form of isotopic contrast variation. We have shown here that in vivo contrast variation through metabolic labeling can effectively suppress scattering from the complex cellular milieu, while highlighting specific features of interest, even when they arise from minor components such as lipids (approximately 1% of cellular wet mass). Furthermore, the cold neutrons used for scattering experiments are well suited for studies on living cells because of their low kinetic energy (<0.025 eV) and their nonionizing character—in contrast to high-energy X-ray and electron beams (>5,000 eV).

Prior applications of neutron scattering in vivo have relied upon external solvent contrast, only, which in some cases has been sufficient to observe Bragg scattering from repeat structures in thylakoid membranes[57,58] and mitochondria.[59] These studies have not revealed membrane structure per se, but have provided information on the arrangement of closely packed membranes. By creating internal contrast, i.e., by differentially labeling specific cellular components, we have, for the first time enabled high-resolution ultrastructural measurements on a single membrane. In this work, we demonstrated the power of a chemical-biology–based approach to create selective internal contrast, thereby enabling high-resolution measurements of the in vivo membrane thickness.

Our in vivo contrast variation approach also provides a new tool to study lateral membrane structure in living cells. Neutron-based structural methods offer distinct advantages in that they report nanoscopic lipid structure directly, without the need for models or extrinsic probes. Indications of nonuniform mixing[60,61] within the plasma membrane emerged contemporaneously with the landmark fluid–mosaic model proposed in 1972,[16] the concept of membrane domains became well established by the mid-1970s,[62] and the lipid raft hypothesis was formalized in 1997.[21] Nonetheless, the existence of lipid domains has remained controversial,[63] and because they are believed to be both transient and smaller than the diffraction limit of light (200 nm), they eluded observation by conventional microscopic techniques. Recently, however, ultra-resolution fluorescence microscopy was used to identify diffusionally restricted islands on the scale of 20 nm in the plasma membrane of rat kidney epithelial cells.[6] Our observation of lipid segregation on a comparable scale in the plasma membrane of ب. subtilis is consistent with the existence of analogous lipid domains in bacteria and supports the notion that nanoscopic lipid assemblies are an integral feature of biological membranes.

The critical barrier that has prevented application of high-resolution neutron scattering techniques in vivo was lack of a means to create internal contrast. In this work, we overcame the barrier and showed that ب. subtilis is an ideal in vivo model system for the application of neutron contrast variation strategies. Through specific growth conditions and select genotypes, we were able to attenuate cellular contrast globally and precisely reintroduce contrast into the membrane. With the ability to control both the chemical and isotopic properties of the membrane lipids, we were able to interrogate both transverse and lateral membrane structure. The same general approach to selective contrast can potentially be extended to other biomolecules and model organisms for applications outside the membrane arena. More immediately, the in vivo experimental platform can be used to investigate the response of the plasma membrane to a diverse range of physical, chemical, genetic, and environmental stimuli. We anticipate that this capability will therefore prove valuable in many areas, such as antibiotic development, biofuel production, membrane protein function, and understanding the interplay between the membrane, cytoskeleton and cell wall in creating a protective, adaptable, multifunctional interface.


WHAT IS BEING DONE TO INVESTIGATE LIPID FUNCTION, AND WHERE DO WE STILL NEED TO GO?

There are many challenges to understanding the roles of lipids in biological processes. We need to 1) identify which lipid families and species participate in the process 2) visualize these lipids in relevant cellular compartments or structures, preferably in live cells so that turnover can be evaluated 3) measure physical and mechanical properties of relevant lipids and membranes, including identification of interaction partners and 4) perturb lipid levels for phenotypic and therefore functional analyses. We highlight some strategies that are beginning to address these challenges.

Lipid identification

Proteins and nucleic acids consist of different subunits that are repeatedly linked by the same type of chemical bond, making them amenable to iterative sequencing. In contrast, different subunits within lipids have many different chemical connectivities made by complex networks of biosynthetic enzymes, which has made systematic lipid identification more challenging. While it is possible to detect some lipid species by nuclear magnetic resonance (NMR), mass spectrometry (MS) is the most general method to assign the chemical structures of different lipids, and advances over the past decade now allow the detection of small quantities in complex mixtures such as cell extracts. Relevant lipids can be identified in global or targeted lipid-profiling analyses, and we can determine which lipids are enhanced or depleted across multiple samples using software to identify compositional changes. The chemical detective work needed to propose a chemical structure for a lipid of interest based on MS fragmentation patterns has been greatly aided by the recent emergence of databases such as Lipidmaps (Fahy وآخرون., 2007) and Metlin (Smith وآخرون., 2005 Tautenhahn وآخرون., 2012). Lipid MS is now getting to a stage where it can be used by a nonspecialist chemical or cell biology lab such as ours. For example, we were able to show that dividing cells regulate their lipid content and identified which lipids change with the cell cycle (Atilla-Gokcumen وآخرون., 2014).

ماذا بعد؟ Next-generation MS toward spatial resolution

Although the compositional analysis of lipids, especially in tissues, has been informative, it is not yet at the resolution that would allow systematic mechanistic insights. Usually analyses are conducted with total lipid extracts, meaning that they contain lipids from all cellular lipid compartments. To analyze specifically the composition of a region or membrane of interest, we need either to improve our ability to isolate this region biochemically for subsequent MS or to couple MS with techniques providing spatial resolution. Both strategies are gaining traction. As we learn more about membrane-based processes, we identify the proteins involved and can use these proteins as markers in biochemical isolations.

Combining MS with imaging is a promising way to assess lipid distribution in two-dimensional space. Secondary ion mass spectrometry (SIMS) can visualize the organization of isotope-labeled lipids in very high lateral resolution (∼50 nm Klitzing وآخرون., 2013). Matrix-assisted laser desorption ionization (MALDI) imaging also allows visualization of the spatial distribution of different biomolecules, especially large ones. It has been mostly used to characterize phospholipids in tissues at 10- to 50-μm lateral resolution (reviewed in Berry وآخرون., 2011). Combining the detailed chemical information of MS measurements with spatial resolution will become even more important as our understanding of the localization of different lipids and their interactions with different partners during biological processes improves.

Lipid visualization

With most biological molecules, function depends on localization, and this is truer for lipids because they cannot diffuse freely across the cytoplasm. Lipids can be visualized by fluorescently tagging either lipid-binding proteins or lipids directly. Although both approaches have furthered our understanding, neither is ideal because both can perturb local interactions and packing within ensembles. Lipids can be chemically linked to a fluorophore, and fluorescent lipid derivatives are commercially available. For solubility and ease of introduction into cells, fluorescent lipids often have short hydrophobic side chains. Because it is becoming clear that cells carefully and specifically regulate their lipid side chains, suggesting that they have important functions, fluorescent lipids with short side chains have limited applications. Fluorescent fusion proteins are extensively used to investigate the localization of lipids in live and fixed cells. For example, the tagged PH domain of PLCδ1 coupled to a fluorescent protein is used to study PIP2 lipids (Stauffer وآخرون., 1998), important regulators of the actin cytoskeleton (Varnai وآخرون., 1999 Schultz وآخرون., 2010).

ماذا بعد؟ Functional fluorescent tags visualized by superresolution microscopy

As we better understand lipid function, it will be possible to design markers with minimal functional disruption—for example, by identifying new lipid binding domains. Caged lipids (discussed later under Lipid perturbation/functional studies) are also promising, as is click chemistry to synthesize tagged lipids in situ. A bio-orthogonal chemical functionality (meaning that it does not occur in nature—e.g., alkyne or azide) can be introduced into a lipid of interest, which is then reacted or “clicked” with a corresponding probe such as a fluorophore or an affinity tag, ideally after it is in the right cellular context and bound to its interaction partners (Prescher and Bertozzi, 2005). Model lipids with “clicked” tags have been synthesized and visualized in cells (Neef and Schultz, 2009 Haberkant وآخرون., 2013). Once the specific introduction of bio-orthogonally derivatized lipids into cells, preferably at physiological levels, has been optimized, this approach will be applicable to many different lipids because it is less disruptive of lipid packing (and therefore potentially function) due to the small size and minimal local perturbation of the “clickable” azide or alkyne groups (Grammel and Hang, 2013).

As lipid tagging improves, better imaging techniques are also needed. A major limitation of visualizing cellular lipids has been that they often localize to vesicles or small structures below the detection limit of conventional fluorescence microscopy. Recent advances in superresolution microscopy (e.g., stochastic optical reconstruction microscopy [STORM] and photoactivated localization microscopy [PALM]) are promising and can decrease the resolution limit to ∼20 nm (Sengupta وآخرون., 2012 Owen and Gaus, 2013). Because few lipid markers exist and not all dyes are suitable for this technique, there are not yet many examples of direct lipid visualization. The development of new lipid tags suitable for PALM/STORM will be key. Other superresolution approaches are also options (Eggeling وآخرون., 2009).

Lipid biophysical properties

The physical properties of lipids are essential because they dictate how lipids interact with other lipid and protein partners. In most protein–protein interactions relatively small parts of each protein participate in the interaction. Lipids are much smaller than proteins, and therefore a larger percentage of their total surface engages with binding partners. This makes small changes in the structure and therefore biophysical properties of individual lipids and their ensemble proportionally more relevant. Much excellent work has been done in model membranes, and this work is being translated into more complex biological systems.

The lateral organization of lipids in a membrane can give some clues about their functions and can be measured by atomic force microscopy (AFM) at nanoscale resolution. Much has been learned by AFM in model membranes (Garcia-Manyes and Sanz, 2010), and we used this technique to show that, surprisingly, lipids isolated from dividing cells form different and more rigid domains than lipids isolated from nondividing cells, even though the total change in cellular lipids was quite small (Atilla-Gokcumen وآخرون., 2014). AFM is beginning to be used to investigate mechanical properties directly in cells—for example, at the plasma membrane. Our study showed that the force needed to break the plasma membrane in dividing versus nondividing cells was higher, consistent with the observations we made with isolated lipids (Atilla-Gokcumen وآخرون., 2014).

ماذا بعد؟ Combining current techniques to address increased complexity in cells

We are only just beginning to correlate the biophysical properties of cellular lipids with function in complex systems (i.e., live cells), and it has only recently become possible to use approaches such as AFM to measure these. Other physical and analytical techniques, such as Raman spectroscopy, for example, have the potential to add valuable complementary information. Coupling some of the different techniques we discuss will help us to understand the roles of lipids and link them with protein function in specific cellular compartments. We expect that this will become possible soon: AFM and SIMS have already successfully been used together, as has been superresolution microscopy with AFM (Anderton وآخرون., 2011 Hodges وآخرون., 2013).

To investigate how the physical properties of lipids affect membrane organization, different dyes to sense the membrane environment are being developed. For example, Laurdan and molecular rotor dyes can be used to assess quantitatively the lipid organization state in membranes (Owen وآخرون., 2012 Lopez-Duarte وآخرون., 2014). Both dye families report on the plasma membrane and internal membrane compartments. It will be very informative to develop environmentally sensitive dyes compatible with superresolution microscopy.

Lipid perturbation/functional studies

To understand the function of lipids, we need to be able to manipulate their cellular and ideally subcellular levels. Unlike biomolecules for which synthesis is streamlined, for example, by the ribosome, lipids are synthesized by many different enzymes, making systematic lipid deletions analogous to RNA interference (RNAi) impossible. This leaves us with three options to modify the amounts of a lipid of interest: chemical sequestration (deplete), perturbation of biosynthetic enzymes (increase or deplete), and lipid addback (increase). For example, methyl-β-cyclodextrin is commonly used to remove cholesterol from membranes, but this approach is not general, and the lipid specificities are poorly understood. Altering the lipid composition by inhibiting lipid biosynthetic enzymes via small molecules or RNAi is more promising if some caveats are kept in mind. Lipid biosynthesis is tightly regulated, with many possible synthetic routes and interconnected feedback loops, which will likely result in different lipid profiles if short small-molecule or longer RNAi experiments are used (Eggert وآخرون., 2006 Atilla-Gokcumen وآخرون., 2011 Castoreno and Eggert, 2011). It is not straightforward to predict the lipid composition of cells in cases in which biosynthesis has been inhibited. For example, when we analyzed cells where we had perturbed biosynthesis, we found that their lipids were not as expected by traditional biochemistry (i.e., depletion of substrate and accumulation of product Atilla-Gokcumen وآخرون., 2011, 2014). However, substrate/product specificities are a secondary consideration when enzymes are used for lipid perturbation because phenotypes can be directly correlated with lipid composition as determined by MS. At present, perturbing biosynthetic enzymes or lipid-transport/binding proteins is the most systematic and comprehensive way of changing lipid levels, but it is imprecise because we do not know the specificities or regulation, including localization, of most of these proteins. As our understanding grows, we should be able to perturb lipid levels and therefore functions more accurately.

ماذا بعد؟ Targeted delivery of caged lipids

The major next challenges in manipulating lipid levels are the need to do this with spatial, temporal, and quantitative control in different membrane structures. A direct strategy is to simply add lipids to cells, which is not as straightforward as it may seem because many lipids are not commercially available or have limited solubility or it cannot be predicted if/where a lipid will be transported into cells. Photoactivation of chemically cloaked (or caged) lipids involves the (not trivial) synthesis of a lipid derivative with a chemical tag that can be removed upon irradiation. This approach not only allows the generation of endogenous lipids at specific times and locations in cells, but it also serves as a delivery tool because the cellular permeability of the lipid is enhanced. Further optimization may also allow control over how much lipid is delivered to a desired location. Caged lipids are promising and have been successfully used to study several lipid-mediated signaling pathways (Subramanian وآخرون., 2010 Mentel وآخرون., 2011).


Science and Biology: The Function of a Cell Membrane

The function of a cell membrane, also referred to as the plasma membrane, is to protect the structures within the cell, give shape to the cell and support its structure.

Structures of Cell Membranes

The cell membrane is composed of a double layer of lipids and proteins. There are three different types of proteins found within a cell membrane: structural protein, transport protein and glycoprotein. These layers of lipids and proteins allow the cell membrane to perform its main function, which is to surround the cell and protect it from the outside environment. A cell membrane is selectively permeable, only allowing certain substances to enter and exit the cell. In some cases, a cell membrane can also control the amount of a certain substance allowed to pass through it.

Function of a Cell Membrane

The cell or plasma membrane is meant to protect the cell from its outside environment, while also giving the cell structure and regulating the materials that enter and leave the cell. This regulation ensures that harmful substances don't enter the cell and that essential substances don't leave the cell. Oxygen can easily pass through the cell membrane, because it is necessary for cellular respiration, which is a primary function of a cell. The byproducts of these functions, such as carbon dioxide, are allowed to exit the cell after cellular respiration takes place. Unlike oxygen, water and carbon dioxide, highly charged ions and larger macromolecules can't pass directly through the cell membrane. Instead, they are allowed to enter the cell via proteins embedded in the membrane. Because the cell membrane is essential in protecting the cell and its structure, a hole or rupture in a cell membrane can cause the cell to stop functioning properly and eventually die.

Another essential function of a cell membrane is communication or cell signaling. The cell membrane's receptor proteins bind to molecules from other areas of the body and communicate with them to send a signal inside the cell, telling the cell to perform a certain function. A cell membrane's receptors can be taken over by harmful viruses, such as the human immunodeficiency virus (HIV), causing an infection.

The overall function of a cell membrane can be compared to the function of a castle's drawbridge and outer wall. Just as a drawbridge and wall protect a castle and ensure only certain individuals enter and exit the castle, the cell's membrane offers protection to the cell and regulates which substances are allowed to enter and exit the cell. Cell signaling is similar to using a lookout tower on a castle wall to communicate with neighboring castles.

Cellular Transport

Cellular transport, one of the main functions of a cell membrane, can occur in multiple ways. The first type of cellular transport is passive osmosis and diffusion. This is when substances, such as water and oxygen, pass easily into the cell directly through the cell membrane. The next type of cellular transport is called transmembrane protein transport, which is when small organic molecules are transported into the cell. Endocytosis is the third type of cellular transport. This kind of transport is similar to the cell "eating" other substances and is characterized by the cell engulfing and then absorbing large molecules or even entire other cells. The last type of cellular transport, exocytosis, occurs when a cell removes or secretes substances.


Movement across Cell Membranes [عودة إلى الأعلى]

Cell membranes are a barrier to most substances, and this property allows materials to be concentrated inside cells, excluded from cells, or simply separated from the outside environment. هذا هو compartmentalisation is essential for life, as it enables reactions to take place that would otherwise be impossible. Eukaryotic cells can also compartmentalise materials inside organelles. Obviously materials need to be able to enter and leave cells, and there are five main methods by which substances can move across a cell membrane:

1. Lipid Diffusion (or Simple Diffusion) [عودة إلى الأعلى]

A few substances can diffuse directly through the lipid bilayer part of the membrane. The only substances that can do this are lipid-soluble molecules such as steroids, or very small molecules, such as H2يا ، يا2 وشارك2. For these molecules the membrane is no barrier at all. Since lipid diffusion is (obviously) a passive diffusion process, no energy is involved and substances can only move down their concentration gradient. Lipid diffusion cannot be controlled by the cell, in the sense of being switched on or off.

2. Osmosis [عودة إلى الأعلى]

Osmosis is the diffusion of water across a membrane. It is in fact just normal lipid diffusion, but since water is so important and so abundant in cells (its concentration is about 50 M), the diffusion of water has its own name - osmosis. The contents of cells are essentially solutions of numerous different solutes, and the more concentrated the solution, the more solute molecules there are in a given volume, so the fewer water molecules there are. Water molecules can diffuse freely across a membrane, but always down their concentration gradient, so water therefore diffuses from a dilute to a concentrated solution.

Water Potential. Osmosis can be quantified using water potential, so we can calculate which way water will move, and how fast. Water potential ( Y , the Greek letter psi, pronounced "sy") is simply the effective concentration of water. It is measured in units of pressure (Pa, or usually kPa), and the rule is that water always "falls" from a high to a low water potential (in other words it's a bit like gravity potential or electrical potential). 100% pure water has Y = 0, which is the highest possible water potential, so all solutions have Y < 0, and you cannot get Y > 0.

Osmotic Pressure (OP). This is an older term used to describe osmosis. The more concentrated a solution, the higher the osmotic pressure. It therefore means the opposite to water potential, and so water move from a low to a high OP. Always use Y rather than OP.

Cells and Osmosis . The concentration (or OP) of the solution that surrounds a cell will affect the state of the cell, due to osmosis. There are three possible concentrations of solution to consider:

The effects of these solutions on cells are shown in this diagram:

These are problems that living cells face all the time. على سبيل المثال:

3. Passive Transport (or Facilitated Diffusion). [عودة إلى الأعلى]

Passive transport is the transport of substances across a membrane by a trans-membrane protein molecule. The transport proteins tend to be specific for one molecule (a bit like enzymes), so substances can only cross a membrane if it contains the appropriate protein. As the name suggests, this is a passive diffusion process, so no energy is involved and substances can only move down their concentration gradient. هناك نوعان من بروتين النقل:

4. Active Transport (or Pumping). [عودة إلى الأعلى]

Active transport is the pumping of substances across a membrane by a trans-membrane protein pump مركب. The protein binds a molecule of the substance to be transported on one side of the membrane, changes shape, and releases it on the other side. The proteins are highly specific, so there is a different protein pump for each molecule to be transported. The protein pumps are also ATPase enzymes, since they catalyse the splitting of ATP ز ADP + phosphate (Pi), and use the energy released to change shape and pump the molecule. Pumping is therefore an active process, and is the only transport mechanism that can transport substances فوق their concentration gradient.

The Na + K + Pump. This transport protein is present in the cell membranes of all animal cells and is the most abundant and important of all membrane pumps.

The Na + K + pump is a complex pump, simultaneously pumping three sodium ions out of the cell and two potassium ions into the cell for each molecule of ATP split. This means that, apart from moving ions around, it also generates a potential difference across the cell membrane. This is called the غشاء المحتملة, and all animal cells have it. It varies from 20 to 200 mV, but and is always negative inside the cell. In most cells the Na + K + pump runs continuously and uses 30% of all the cell's energy (70% in nerve cells).

The rate of diffusion of a substance across a membrane increases as its concentration gradient increases, but whereas lipid diffusion shows a linear relationship, facilitated diffusion has a curved relationship with a maximum rate. This is due to the rate being limited by the number of transport proteins. The rate of active transport also increases with concentration gradient, but most importantly it has a high rate even when there is no concentration difference across the membrane. Active transport stops if cellular respiration stops, since there is no energy.

5. Vesicles [عودة إلى الأعلى]

The processes described so far only apply to small molecules. Large molecules (such as proteins, polysaccharides and nucleotides) and even whole cells are moved in and out of cells by using membrane vesicles.

Sometimes materials can pass straight through cells without ever making contact with the cytoplasm by being taken in by endocytosis at one end of a cell and passing out by exocytosis at the other end.


Wortmannin alters the transferrin receptor endocytic pathway in vivo and in vitro.

Treatment with the phosphatidylinositol 3-kinase inhibitor wortmannin promotes approximately 30% decrease in the steady-state number of cell-surface transferrin receptors. This effect is rapid and dose dependent, with maximal down-regulation elicited with 30 min of treatment and with an IC50 approximately 25 nM wortmannin. Wortmannin-treated cells display an increased endocytic rate constant for transferrin internalization and decreased exocytic rate constants for transferrin recycling. In addition to these effects in vivo, wortmannin is a potent inhibitor (IC50 approximately 15 nM) of a cell-free assay that detects the delivery of endocytosed probes into a common compartment. Inhibition of the in vitro assay involves the inactivation of a membrane-associated factor that can be recruited onto the surface of vesicles from the cytosol. Its effects on the cell-free assay suggest that wortmannin inhibits receptor sorting and/or vesicle budding required for delivery of endocytosed material to "mixing" endosomes. This idea is consistent with morphological changes induced by wortmannin, which include the formation of enlarged transferrin-containing structures and the disruption of the perinuclear endosomal compartment. However, the differential effects of wortmannin, specifically increased transferrin receptor internalization and inhibition of receptor recycling, implicate a role for phosphatidylinositol 3-kinase activity in multiple sorting events in the transferrin receptor's membrane traffic pathway.


شاهد الفيديو: Fluid Mosaic Model of the Cell Membrane (كانون الثاني 2022).